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La Recombinaison homologue. La recombinaison g
E N D
1. Transmission d’information génétique La Transmission horizontale : Elle est unidirectionnelle et passe souvent par la recombinaison homologue.
Les 3 moyens d'échange génétique pratiqués par les procaryotes (transformation, conjugaison et transduction) font appel à la recombinaison homologue.
La recombinaison homologue chez les eucaryotes se manifeste principalement au cours d’une division particulière, la méiose, chez les bactéries celle-ci peut avoir lieu tout le long du cycle cellulaire.
La compréhension de la recombinaison homologue est essentiellement basée sur les travaux effectués chez E. coli.
2. La Recombinaison homologue La recombinaison génétique est le concept de base utilisé pour la localisation de mutations (et par extension de gènes).
Cassure et jonction de nouvelles séquences sont en partie responsables de la diversité génétique observée chez les procaryotes.
Ex. : A--B et a--b donne A--b et a--B après recombinaison.
La recombinaison homologue s’effectue entre séquences d’ADN identiques ou quasi identiques dont la longueur d’homologie chez E. coli peut être aussi courte qu’une 30aine de pb.
Elle requiert la mobilisation de produits de nombreux gènes pour résoudre ce que vous connaissez sous le terme de crossing-over.
3. La Recombinaison homologue, les étapes… Cassure d’ADN
Recherche d’homologie et initiation d’appariement, étape clé gérée par le produit du gène recA
Modèle des jonctions de Holliday
Migration des jonctions de Holliday, extension de la zone de recombinaison
Résolution
Les intervenants protéiques sont extrèmement nombreux à chaque étape et c’est la coordination de tous les évènements qui aboutit à l’échange génétique.
Les mécanismes de recombinaison homologue sont à la fois responsables du maintien de l’information génétique (outils de réparation) et sources de variation de l’information.
4. Modèle de recombinaison homologueIllustration: KowalczykowskiTIBS 25 april 2000, p156
5. La Transformation Processus permettant la capture d’ADN exogène nu par une bactérie et son incorporation au génome de celle-ci.
6. La transformation : ex, le pneumocoque La bactérie Streptococcus pneumoniae : Diplocoque à Gram positif
Niche: Nasopharynx chez l'homme, 1 individu sur 2 est porteur sain
Pathogène, provoque principalement des pneumonies, des otites, méningites...
Représente aux USA environ 500000 hospitalisations et 40000 décès,
en France environ 10000 décès. 1ère cause de mortalité par infection chez l’enfant, 1ère cause de méningite et de surdité acquise chez l’enfant…
Cibles privilégiées : enfants, personnes agées et individus ayant leur système immunitaire affaibli (un fumeur aurait un risque augmenté d'un facteur 4)
7. La transformation : ex, le pneumocoque
Particularités : Possède une capsule polysacharidique le protégeant du système immunitaire avec une variabilité importante, environ 90 sérotypes répertoriés.
Capable de capturer de l'information génétique exogène via un système génétique programmé qu'est la Transformation génétique naturelle. De ce fait, cette bactérie possède une grande plasticité génétique.
La transformation est à la base de l'émergeance rapide de clones résistants aux antibiotiques
8. Étapes de la transformation
9. Étapes de la transformation
10. Entrée de L’ADN, aspect Mécanistique
11. Approche expérimentale Comment la bactérie s’approprie-t-elle l’information exogène?
Y a-t-il échange physique par recombinaison homologue ou bien l'information est-elle recopiée sur le génome sans incorporation de la molécule exogène?
Vincent Méjean and Jean Pierre Claverys; J. Bacteriol. 1984; Vol 158; N°3; 1175-1178
Mise en Place de l'expérimentation
- plasmide pR6 d'E. coli contenant un fragment d'ADN PstI/EcoRI chromosomique de Sp de 5.7 kpb.
12. Suivi du devenir de l’ADN :stratégie expérimentale
13. Vincent Méjean and Jean Pierre Claverys; J. Bacteriol. 1984; Vol 158; N°3; 1175-1178 Profil de radioactivité après Southern
14. Devenir de l’ADN internalisé
15. Suivi de l’ADN
16. Suivi du devenir de l’ADN :stratégie expérimentale
17. Sous quelle forme l’ADN entre dans la bactérie ?
18. Polarité d’entrée Existe-t-il une polarité d'entrée de l'ADN simple brin, comment l'observer ?
Vincent Méjean and Jean Pierre Claverys Mol. Gen. Genet. 1988; 213, 444-448
Expérimentation
Utilisation du bactériophage M13, polymérase, dNTP radioactifs et froids, enzyme de restriction et purification des molécules désirées. Obtention de différents substrats…
19. Polarité d’entrée
20. Recombinaison RecA dépendante Martin,B.; Ruellan,J.M.; Angulo,J.F.; Devoret,R.; Claverys,J.P. 1992 Nucl.Acids Res. 20 6412
Martin,B.; Garcia,P.; Castanié,M.P.; Claverys,J.P.1995 Mol.Microbiol.15 367-379
Question: par quel mécanisme cet ADN simple brin est-il recombiné dans le génome? Est-ce qu'il existe un système de recombinaison homologue recA dépendant similaire à celui de E.coli?
Mise en place de la recherche d'un équivalent de RecA d'E.coli.
Isolement d'un gène homologue par recherche anticorps croisée.
Quel est le comportement d'un mutant recA nul en transformation?
Ne transforme pas
21. Recombinaison RecA dépendante Question: ne rentre pas ou bien ne recombine pas?
Expérimentation:
ADN donneur radioactif + cellule compétente en parallèle sur wt et recA
Résultats interprétations:
Mesure de l'entrée en radioactivité
Dpm/bactéries 3.3 10-4 pour wt et 3.5 10-4 pour recA
Mesure du taux de transformants Smr chromosomique
1.8 106/ml (3%) et <10/ml pour recA
Dans le mutant recA, l'ADN entre comme dans le wt, recA est donc impliqué dans la dernière partie de la transformation, la recombinaison homologue.
22. La conjugaison Une remarquable propriété de bien des plasmides est de posséder l’information génétique leur permettant de se transférer d’une cellule à l’autre : c’est la conjugaison.
Observée pour la 1ère fois en 1947 par Lederberg et Tatum chez E. coli.
La conjugaison est un mécanisme unidirectionnel avec une bactérie donneuse et une bactérie réceptrice.
Parfois les plasmides conjugatifs participent à la mobilisation du chromosome ou d’autres plasmides.
Les plasmides conjugatifs peuvent être classés selon leur mode de réplication (groupe d’incompatibilité) et aussi selon leur mécanisme de transfert (gènes tra).
Beaucoup de plasmides dits « à large spectre d’hôte » sont capables d’établir des transferts inter-espèces mais aussi inter-royaumes.
23. Mécanisme de conjugaison Cf petit film
2 étapes importantes : réplication de l’information et transport de l’ADN.
Contact cell-cell : ensemble de protéines constituant un système de sécrétion de type IV chez les Gram- formant un canal trans-membranaire.
Le complexe ADN-protéine chargé de la réplication :
Cassure simple brin au niveau d’oriT (différent de oriP)
Déplacement par une hélicase du brin cassé
Passage dans la cellule réceptrice et recircularisation du brin
Synthèse des brins complémentaires.
24. Transfert du chromosome par conjugaison Cf petit film
Formation d’Hfr ( l’insertion du facteur F : recombinaison homologue entre IS et formation de cointégrat via des événements de transposition).
Un chromosome peut être aussi mobilisé si celui-ci possède une oriT.
Facteur prime : insertion d’ADN chromosomique dans le plasmide conjugatif
(ex : à partir d’un Hfr, une recombinaison homologue peut avoir lieu entre 2 IS répétées directement entourant l’insertion du F, donnant ainsi un F’)
Ces événements jouent un rôle certain dans l’évolution puisque des gènes peuvent être échangés entre espèces éloignées…
Historique : E. coli
Les outils génétiques dérivés du mécanisme :
La cartographie génome circulaire…
Le Mating out
25. Détermination génétique de la transmissibilité d’un plasmide Pour observer un transfert il faut éliminer les donatrices et les réceptrices pour ne conserver que les réceptrices ayant reçues le plasmide.
Contre-sélection de la réceptrice : il faut que le plasmide possède un marqueur de sélection que n’a pas la réceptrice. Si le Plasmide ne possède pas un gène sélectionnable, il faut en introduire un.
Contre-sélection de la donatrice : il faut que la réceptrice possède un marqueur de sélection que n’a pas la donatrice (ex: une résistance chromosomique).
Choix de la cellule réceptrice crucial : proche de la donatrice pour éviter des problèmes de restriction, de réplication du plasmide et d’expression du gène de sélection.
La manipulation consiste à étaler la donatrice, le mélange, et la réceptrice, seul le mélange devrait donner des colonies sur milieu double sélection.
26. La conjugaison chez Enterococcus faecalis : un exemple de communication bactérienne G. Dunny M Antipora et H Hirt mars 2001 Peptides 22 1529-1539
Cela fait bientôt 30 ans que l’on a isolé le plasmide conjugatif pCF10 conférant la résistance à la tétracycline chez E. faecalis.
Isolé à partir d’une infection nosocomiale, il a été à nouveau isolé du même hôpital mais cette fois avec une résistance à la vancomycine, un des derniers antibiotiques rempart contre les bactéries pathogènes ou opportunistes.
Cela signifie que ce plasmide a voyagé parmi les entérocoques acquérant différents Transposons responsables de ces nouvelles résistances.
27. La conjugaison chez Enterococcus faecalis : un exemple de communication bactérienne G. Dunny M Antipora et H Hirt mars 2001 Peptides 22 1529-1539
28. Comment la cellule réprime l’induction de cCF10 ?G. Dunny M Antipora et H Hirt mars 2001 Peptides 22 1529-1539
29. Synthèse de la phéromone cCF10 G. Dunny M Antipora et H Hirt mars 2001 Peptides 22 1529-1539
30. Conjugaison chez les Streptomyces
31. Transposon conjugatif ou ICEBurrus, Pavolovic, Decaris et Guédon molecular Microbiol. 2002 vol 46 p601-610 Hybride entre les transposons à recombinaison spécifique de site et plasmide conjugatif dépourvu d’oriP.
Le plus connu est Tn916 isolé aussi chez E. faecalis. Ces éléments sont actuellement répertoriés et semblent très répandus dans le monde bactériens.
Appelés ICEs pour Integrative and Conjugative Elements. La très grande majorité d’entre eux font tous appel à un système de recombinaison site spécifique pour leur intégration.
Note: pCF10 doit sa résistance à la tétracycline par l’intégration de Tn925 qui est un ICE dans le plasmide conjugatif d’origine..
32. Le monde des bactériophages
33. Le monde des bactériophagesEx : N. Mann, FEMS Microbiology review 27 (2003) p17 La place des bactériophages dans le monde vivant est à prendre en compte.
Les cyanobactéries comme Synechococcus et Prochlorococcus sont responsables de 32 à 89% de l’apport oligotrophique dans les océans et de 50% de l’oxygène que l’on respire.
Ces bactéries sont présentes en moyenne à 106/ ml d’eau de mer. Cependant on estime que les bactériophages sont 10 x plus nombreux.
Au cours de l’année la répartition des cyanobactéries dans une région, tant en profondeur qu’en quantité, varie énormément et semble corrélée à la multiplication de certains bactériophages.
Ceux-ci possèdent en plus de leur information génétique des gènes participent à la photosynthèse, pouvant ainsi influencer la survie de la population bactérienne…
34. Les cycles
35. La transduction
36. La transduction La transduction est un phénomène rare et cela pour plusieurs raisons :
l’erreur d’empaquetage dans la capside est un événement peu fréquent.
La probabilité que cette particule infecte seule une bactérie réceptrice est faible
Cet ADN injecté doit survivre suffisamment longtemps pour former un transductant stable (échapper aux endo et exonucléases, et s’installer par recombinaison ou transposition ou par réplication autonome )
Qu’est ce qui fait qu’un phage peut être transductant?
Il ne doit pas dégrader entièrement l’ADN de l’hôte. Les motifs ADN d’empaquetage ou sites Pac (Packing) ne doivent pas être trop spécifiques.
37. La transduction
38. La transduction
39. La transduction : M.O.I.
40. La transduction de marqueur génétique
41. La transduction de marqueur génétique
42. Cartographie par cotransduction
43. Cartographie de 3 marqueurs par analyse des fréquences de cotransduction.
44. Cartographie 3 marqueurs par fréquence d’évènements de recombinaison
45. La régulation transcriptionnelle chez les bactéries La transcription par l’ARN polymérase d’une région dépend du motif de reconnaissance et de son accessibilité
46. La régulation transcriptionnelle chez les bactéries Evidence génétique de régulation positive ou négative.
47. La régulation transcriptionnelle chez les bactéries La complémentation révèle en général une différence supplémentaire pour les mutants constitutifs entre une régulation positive et négative
48. La régulation négative de l'opéron lactose Si l'on fait pousser Escherichia coli dans un milieu contenant uniquement du lactose comme seule source de carbone et d'énergie, on voit que la bactérie produit une enzyme spécifique de l'utilisation de ce substrat : la b-galactosidase, alors que cette dernière n'est pas détectée sur un milieu contenant une autre source d'énergie (de 0 à 1000 fois plus).
Ceci est également vrai pour les autres substrats carbonés tels que l'arabinose, etc.. excepté le plus simple à "intégrer" dans les différents cycles énergétiques, le glucose.
Il existe une réponse adaptative de la bactérie.
La b-galactosidase n'étant induite qu'en présence du lactose (inducteur).
49. Comment la bactérie peut-elle savoir précisément quel enzyme synthétiser? F. Jacob et J. Monod ont obtenu deux type de mutants.
des mutants lac- dans la région ZY et aussi dans la région lacI
des mutants lac+ dans la région I qui avait pour caractéristique d'être constitutif (les gènes ZYA sont tout le temps exprimés)
Ils ont montré que cette région I contrôle l'inductibilité des gènes ZYA. Ce contrôle ce fait par l'intermédiaire d'une protéine I diffusible ayant la capacité de réprimer la transcription de ZYA.
50. Test de complémentation Notion de mérodiploide
51. Mutations lac- récessives
52. Mutations lac- récessives avec action en Cis Les mutations récessives qui ne peuvent pas être complémentées affectent en général un site ADN plutôt qu’un produit de gène diffusible.
53. Mutations lac- dominantes
54. Mutations récessives constitutives
55. Mutations dominantes constitutives avec action en trans