ESTUDIO DE MATERIA FECAL

1. ESTUDIO DE MATERIA FECAL

2. Examen Coproparasitoscópico Realiza un examen Coproparasitoscópico (cps), a una muestra de heces con el fin de buscar e identificar formas parasitarias.

3. Clasificación

4. Explicar los procedimientos de obtención ymanejo de materia fecal

5. Conservación y envió de las muestras fecales

6. EXAMEN MACROSCOPICO

7. EXAMEN MICROSCOPICO

8. Métodos de concentración

9. Técnica de Ritchie o centrifugación con formol - éter • Concentra quistes de protozoos, huevos y larvas de helmintos • Ventajas del uso de eter y formol

10. Técnica de Faust o de flotación con sulfato de zinc • Utiliza medio liquido mas pesado que los parásitos • Concentra quistes, huevos y larvas • Desventaja: poco eficaz para Taenia spp., F. hepatica y óvulos de A. lumricoides

11. Separa, concentra y recobra ooquistes de Isospora, Cryptosporidium y Cyclospora. • Solución densa de azúcar Técnica de Willis - Molloy NaCl Para huevos de uncinaria e Hymenolepsis Técnica de flotación por Sheather

12. Equipo 3 COPROPARACITOCOPICO

13. Métodos de concentración

14. Técnica de Ritchie o centrifugación con formol - éter • Concentra quistes de protozoos, huevos y larvas de helmintos • Ventajas del uso de eter y formol

15. Técnica de Faust o de flotación con sulfato de zinc • Utiliza medio liquido mas pesado que los parásitos • Concentra quistes, huevos y larvas • Desventaja: poco eficaz para Taenia spp., F. hepatica y óvulos de A. lumricoides

16. Técnica de flotación por Sheather Técnica de Willis - Molloy NaCl Para huevos de uncinaria e Hymenolepsis • Separa, concentra y recobra ooquistes de Isospora, Cryptosporidium y Cyclospora. • Solución densa de azúcar

17. COPROPARASITOSCÓPICO Garduño Pérez Isaí Salomón

18. CONSIDERACIONES IMPORTANTES • Técnica especifica para cada parásito. Importante proporcionar información acerca del paciente (origen geográfico, signos clínicos esenciales, resultados de otros exámenes y tratamientos recientes). • Toma de muestra ideal en laboratorio (protozoarios). • Realización sistemática de 3 exámenes de días no consecutivos.

19. EXAMEN PARASITOLÓGICO Anillos de taenias (solium y saginata) Prurito anal y discreta eosinofilia Anquilostosis(Reacción alergíca con exantema, neumonitis, síntomas gastrointestinales, anemia hipocroma microcítica)

20. método del papel de filtro en tubo o de harada-mori Larvas de nemátodos y para embrionar huevos de tremátodos y céstodos 1. Homogeneizar las heces fecales por tamizaje (colador de malla fina). 3. Introducir la tira dentro del tubo, extremo libre sumergido en unos 5 ml de agua. 4. Tapar tubos, colocarlos verticalmente en gradilla e incubar a 20º C. 2. Efectuar siembra de heces sobre la tira de papel filtro 10 cm (2 cm libres).

21. método de agar para strongyloides Strongyloides, Necator americanus y Ancylostoma duodenale 1. Preparar medio, 1.5% agar, 0.5% extracto de carne, 1.0´% peptona y 0.5% NaCl. Autoclave y pasar más de 9 ml del medio a cajas de Petri estériles 3. Colocar 2 g de materia fecal en el centro, sellar cajas y dejarlas a temperatura ambiente por 2 días. 4. Observar a simple vista y microscopio estereoscópico con filtro verde. 2. Dejar secar el medio a temperatura ambiente por 4-5 días.

22. Auxiliares de diagnóstico en el paciente gastroenterológico. COPROGRAMA

23. COPROGRAMA • Estudio de la materia fecal que incluye el estudio microscópico y un análisis bioquímico: • pH. Normal 7.0 • Diarrea por bacterias invasivas: <6, acido. • Diarrea de origen toxico: neutro • Diarreas virales: acido • Diarreas por intolerancia a la lactosa: <5, acido • La medida del pH no es valida en pacientes que estén tomando antibióticos orales. • Azucares reductores. Glucosa, lactosa. • Detectados con el reactivo Benedict o Clinitest. • Diarrea de origen bacteriano toxico: glucosa (+), lactosa (-) • Diarreas virales: glucosa (-), lactosa (+) • Diarreas inespecíficas: las dos pruebas negativas • Sangre oculta • Prueba para hemoglobina humana

24. METODO DE RECUENTO DE HUEVOS • Métodos útiles para saber aproximadamente la intensidad de la infección por ciertos helmintos. • Ascariasis, tricocefalosis, uncinariasis, himenolepiasis y esquistosomiasis. • Se basan en la cuantificación del numero de huevos por gramo de materias fecales (h.p.g.) • Permiten clasificar en leves, medianas e intensas a las helmintiasis mencionadas.

25. Recuento en placa microscópica • Técnica de Kato Katz • Técnica de Stoll- Hausheer

26. Strongyloides TECNICA DE CARBON O ARENA Noemí

27. PASOS • Mezclar materia fecal con el cultivo • Se agrega agua. • Temperatura: Ambiente • Días: 5-7 • A los 3 días se pueden encontrar larvas filariformes de Strongyloides. • 6 días: uncinarias

28. COLORACIÓN. • Protozoos Intestinales: • Con estos se obtienen detalles morfológicos mas exactos. • Para la docencia • Para archivo • Remitir para confirmación de Dx.

29. TECNICA CON HEMATOXILINA FERRICA DE HEIDENHAIN Protozoos intestinales (amibas) • Morfología nuclear • REACCIVOS: • Fijador de Scchaudinn • Alcohol iodado • Mordiente • FeNH4(SO4)2-12H2O

30. TECNICA DE COLORACION TRICOMICA. Coloración de los protozoos • Citoplasma: Azul verdoso • Cuerpos cromatoidales, los eritrocitos y las bacterias: rojo o purpura • Fondo: verde. • Huevos y larvas: rojo • REACTIVOS: • Fijador: • Schaudinn oPVA • Colorantes tricomico: • Cromotropi 2 R • Verde claro 2R • Verde brillante FCF • Acido fosfotungstico • Acido acético glacial • Agua destilada • Acido acético

31. COLORACION DE ZIEHL – NEELSEN MODIFICADA Para Ooquistes: rojo brillante. Fondo: verde. Son redondeados y ovalados de 3 -5 micras de diámetro , en algunos se logra ver los corpúsculos internos teñidos mas oscuros que corresponden a los esporozoitos. • cryptosporidium • Cyclospora • Isospora

32. COLORACION TRICROMICA MODIFICADA PARA MICROSPORIDIOS REACTIVOS : Colorante de comotropo Cromotropo 2R Fast green Acido fosfotungstico Acido acético Alcohol acido • Weber • Material fecal y aspirado duodenal