Dessins de Van N’GUYEN-ANH In Dictionnaire de Parasitologie de P.BOUREE

1. COPROLOGIE Cycle biologique d’Entamoeba histolytica Dessins de Van N’GUYEN-ANH In Dictionnaire de Parasitologie de P.BOUREE

2. Diagnostic parasitologique Intérêt: Diagnostic individuel Enquête épidémiologique Difficultés et limites (Diagnostic d’orientation)

3. Diagnostic parasitologique Milieux biologiques Selles (coprologie) Kopros Urines Sang Autres Peau, LBA, MO, Muscles…. Ectoparasites

4. Parmi tous les périls, le moindre n’est pas le fécal Gandhi, activiste indépendantiste indien, estimait que le développement des sanitaires était un objectif plus important que l'indépendance.

5. Compte rendu L'accès aux toilettes, enjeu mondial de développement LE MONDE | 28.10.08 | 15h05  •  Mis à jour le 28.10.08 | 15h05 Pour réduire la pauvreté dans le monde et améliorer la santé des déshérités, la méthode la plus simple est de construire des toilettes. C'est la conclusion à laquelle est parvenu le Réseau international sur l'eau, l'environnement et la santé (Inweh), branche canadienne de l'Université des Nations unies. Dans un rapport rendu public le 20 octobre, ce groupe de réflexion recommande aux gouvernements une approche plus coordonnée et intégrée des questions d'approvisionnement en eau potable et d'accès à des sanitaires fonctionnels. Les chiffres font frémir : environ 2,5 milliards de personnes - plus d'un tiers de l'humanité - utilisent des latrines qui n'offrent pas de garantie contre le développement de maladies liées aux matières fécales. Et 1,2 milliard n'ont d'autre ressource que de déféquer dans la nature, selon des données collectées par l'Organisation mondiale de la santé et l'Unicef. Ces personnes passent une demi-heure en moyenne chaque jour à faire la queue dans des installations publiques ou pour trouver un endroit isolé. Soit deux jours ouvrés par mois. L'impact sanitaire est considérable. Les maladies diarrhéiques tuent 1,8 million de personnes chaque année. On estime que 88 % de ces affections ont pour origine un manque d'hygiène et d'accès à des sanitaires sûrs. Les enfants, dont 5 000 meurent chaque jour, paient le plus lourd tribut. En Afrique subsaharienne, la moitié des lits d'hôpital sont occupés par des patients souffrant de maladies véhiculées par les matières fécales. Dans le monde, 200 millions de tonnes d'excréments humains finissent dans des rivières chaque année, contaminant les eaux de surface, voire les nappes phréatiques, avec leur lot de bactéries, virus et autres parasites. Cet enjeu sanitaire figure rarement au premier plan de l'agenda international. "La question reste taboue, reconnaît Zafar Adeel, directeur de l'Inweh. Les politiques hésitent à aborder ces problèmes dans leurs discours. Ce n'est pas "poli"." Les Nations unies ont surmonté cette aversion. 2008 a été déclarée année mondiale de l'assainissement. Et le développement des toilettes était l'un des objectifs du millénaire, définis en 2000 : diminuer par deux le nombre de personnes n'ayant pas accès à des sanitaires d'ici à 2015. En Occident, "les systèmes de distribution d'eau sont souvent anciens. Seront-ils capables d'encaisser des événements climatiques extrêmes qui accompagneront le réchauffement de la planète ?, s'interroge-t-il. Il faut s'en soucier. Et le plus tôt sera le mieux."

7. COPROLOGIE Selles Parasites recherchés : kystes, œufs, larves, adultes Prélèvement Mesure des éléments parasitaires Techniques de concentration et techniques particulières

8. Diagnostic coprologique Entamoeba hartmanni Endolimax Giardia Chilomastix Iodamoeba Entamoeba coli Entamoeba histolytica Douve de Chine Petite Douve segmentée embryonnée Hymenolepis nana Hymenolepis diminuta Bothriocéphale Taenia Ascaris typique atypique Trichocéphale Oxyure Dipylidium Ankylostome Schistosoma japonicum Schistosoma mansoni Schistosoma intercalatum Grande Douve

9. 10µm Entamoeba coli Entamoeba histolytica Entamoeba hartmanni Endolimax Giardia Chilomastix Iodamoeba 50µm Douve de Chine Hymenolepis nana Hymenolepis diminuta Petite Douve Bothriocéphale Taenia 50µm Ascaris Trichocéphale Oxyure Ankylostome Dipylidium 100µm Grande Douve Schistosoma intercalatum Schistosoma mansoni Schistosoma japonicum

10. Prélèvement • dysenterie amibienne

11. Mesure des éléments parasitaires Etalonnage du Microscope Micromètre oculaire

12. Etalonnage du Microscope Déterminer la longueur couverte enm par une division du micromètre oculaire • Remplacer l’oculaire normal par l’oculaire micrométrique. •     Disposer sur la platine du microscope le micromètre-objet. •        Etablir la mise au point des 2 échelles et faire coïncider les « O » des deux échelles. •         On repère une division du micromètre oculaire qui se superpose exactement à une • division du micromètre-objet ; ces deux divisions doivent être recherchées le plus loin possible du « O », de façon à obtenir une meilleure précision. • On peut ainsi en déduire la longueur de chaque division du micromètre oculaire. • Effectuer l’opération pour les deux objectifs x 10 et x 40. Micromètre objet Micromètre oculaire Exemple : 18 divisions du micromètre oculaire couvrent 300 m  1 division couvre donc 16,66 m 

13. Micromètre oculaire

14. Techniques de concentration Méthode diphasique: acéto-acétique / éther Méthode par flottation : réactif iodo-mercurique

15. Méthode diphasique: acéto-acétique / éther 1-Dilution homogène selles + acéto-acétique - Pré dilution : 1 goutte pour examen direct - Poursuivre la dilution - Laisser sédimenter 10 à 30 secles gros débris Examen Direct 2- Émulsionner : oblitérer l’orifice avec le pouce et agiter vivement dilution fécale + éther éther émulsion dilution fécale

16. 3- Centrifuger 3 min à 2500 trs/min : 4 couches se superposent Phase éthérée Débris Phase aqueuse Culot d’enrichissement : PARASITES 4- Isolement du culot de centrifugation - Décoller l’anneau de débris avec les mors d’une pince • - Eliminer d’un geste sec les 2 phases liquides et l’anneau • Remettre rapidement le tube à l’horizontale • Passer un tampon de coton sur les parois internes du tube • - Agiter le tube pour remettre en suspension et prélever à la pipette Pasteur

17. Méthode par flottation : réactif iodo-mercurique Technique de JANECKSO et URBANYI modifiée 1- Dilution homogène Selles + Eau distillée 2 - Tamiser 3 - Centrifuger 2 à 3 min à 3000 trs/min Eliminer la phase aqueuse Diluer le culot avec le réactif iodomercurique 4 - Centrifuger 2 min à 2000 trs/min Prélever 4 à 5 gouttes du film superficiel avec une anse métallique

18. Technique de KATO et MIURA (éclaircissement par la glycérine)

19. NUMERATION DES ŒUFS Cette technique permet d’apprécier l’intensité d’une infestation (Ankylostomes), de juger de l’efficacité d’une thérapeutique Frottis épais de KATO et MIURA Principe : technique de décoloration des selles qui permet de distinguer les œufs de parasites dans une préparation des selles rendue translucide. - Glycérine 100 ml - Eau distillée 100 ml - Solution de vert malachite à 3 % 1 ml Bandes de cellophane adhésive de 20 x 30 mm immergées dans la solution de glycérine pendant 24 heures. Technique: Sur une lame porte-objet, déposer 50 mg de selles, recouvrir par une des bandes de cellophane imprégnée, presser à l’aide d’un bouchon de caoutchouc pour répartir régulièrement la selle; laisser éclaircir une heure à température ambiante. Examiner rapidement car un sur-éclaircissement risquerait de faire passer inaperçu certains œufs (Ankylostomes, Schistosomes). Les résultats sont rendus en nombre d’œufs par gramme de selles.

20. techniques particulières sol humide t°> 25° oeuf larve larve strongyloïde infestante

21. Lames + papier filtre larve strongyloide 2 jours Coproculture Strongles et Ankylostomes Méthode en boite de Pétri Selles Eau Incubation 25 à 28 °C Ajouter de l’eau chaque jour Strongles : larve rhabditoide Ankylostomes :œuf 24 heures larve rhabditoide 6 jours larve strongyloide !!! Larves strongyloides infestantes par voie transcutanée

22. techniques particulières Méthode de BAERMANN et LEE concentration des larves des Strongles sol humide t° > 20 larve rhabditoïde larve strongyloïde infestante Strongyloides stercoralis

23. selles tamis + gaze eau tiède raccord caoutchouc + pince pipette Méthode de BAERMANN et LEE Méthode biologique de concentration des larves des Strongles larve strongyloïde Les larves se collectent dans la pipette en 2 à 3 heures . Soutirer 10 ml de liquide; centrifuger lentement; examiner le culot.

24. Scotch test Enterobius vermicularis Taenia saginata

25. Culture d’amibes Sérum de RINGER Etalement de selles Etalement de selles Sérum de cheval coagulé Prélèvement Sérum de cheval coagulé multiplication en 24 à 48 heures à 37°C

26. Examen d’une préparation microscopique Recherche et identification d’œufs d’Helminthes et de kystes de Protozoaires Examen systématique entre lame et lamelle de la préparation selon le schéma suivant 1 – parcourir la lamelle à l’objectif x 10; chaque élément intéressant est observé puis mesuré à l' objectif x 40 les œufs d’Helminthes sont ainsi identifiés. l’identification des kystes de Protozoaires s’effectue ensuite à l’objectif x 100 à immersion; elle peut être facilitée par la coloration des structures nucléaires par la coloration Violet cristal – Fuchsine basique .

27. PROTOZOAIRES

28. FORMES VEGETATIVES D’AMIBES

29. KYSTES D’AMIBES

30. Rhizopodes Entamoeba coli Entamoeba histolytica Endolimax nanus Entamoeba hartmani Iodamoeba butsclii Flagellés Giardia intestinalis Chilomastix mesnilii

31. Autres PROTOZOAIRES parasites de l’appareil digestif Rhizopodes: - Amibes - Blastocystis hominis Coccidies:Cryptosporidies coloration d’Henriksen Pohlenz Cyclospora Sarcocystis hominis Isospora belli ( Microsporidies ) coloration de Weber

32. Coloration des Cryptosporidies Technique d’HENRIKSEN et POHLENZ • Etaler sur une lame une goutte de selles liquides ou de culot de concentration • Fixer au Méthanol 5 mn puis sécher • Colorer par la Fuchsine phéniquée 1 heure • Rincer à l’eau du robinet • Différencier par H2SO4 à 2% 10 à 20 secondes • Rincer à l’eau du robinet • Contre-colorer au Vert de Malachite à 5% 5 mn • Rincer à l’eau du robinet puis sécher • Lecture à l’objectif x 100 • Les Cryptosporidies prennent une teinte qui varie du rose pâle au rouge vermillon , • alors que les levures se colorent en vert.

33. Cryptosporidium sp

34. Cryptosporidium sp

35. Isospora belli

36. HELMINTHES

37. Trématodes (schistosomes) Schistosoma mansoni Schistosoma intercalatum Schistosoma japonicum

38. Trématodes (douves) Grande Douve Fasciola hépatica Petite Douve Dicrocoelium dendriticum ( segmentée ) ( embryonnée) Douve de Chine Clonorchis sinensis

39. Cestodes Bothriocéphale Diphyllobothrium latum Ténia Taenia saginata, T. solium Hymenolepis nana Hymenolepis diminuta

40. Taenia saginata Ver entier : 2 à 10 m Segment mûr éliminé isolément

41. Nématodes Crudités Mains sales Eau

42. Ascaris Ascaris lumbricoides typique atypique Trichocéphale Trichuris trichiura Nématodes Ankylostome Ancylostoma duodenale Necator americanus Oxyure Enterobius vermicularis Dipylidium caninum

43. Ascaris lumbricoïdes

44. femelle 3 à 5 cm mâle Trichuris trichiura

45. Artéfacts

46. SPORES VEGETALES Pouvant être confondues avec des kystes ou des œufs

47. SPORES VEGETALES Pouvant être confondues avec les œufs d’Ascaris Pollen d’artichaut

48. SPORES de CHAMPIGNONS Pouvant être confondues avec des kystes ou des œufs Spores de bolet de pin Spore de morille Spores de truffe

49. CRISTAUX Charcot Leyden Acides gras Oxalate de calcium

50. ARTEFACTS DIVERS Cellule à amidon Poil végétal Spire vaisseau du bois Cellules palissadiques de légumineuses Œuf d’acarien