0.0 – 0.4 mm

1. 0.0 – 0.4 mm 0.4 – 0.8 mm 0.8 – 1.2 mm 1.2 – 1.6 mm 1.6 – 2.0 mm 2.0 – 3.0 mm 3.0 – 4.0 mm 4.0 – 5.0 mm 5.0 – 7.0 mm 7.0 – 10.0 mm > 10.0 mm Die Funktion von Bodenmikroorganismen bei der Mineralisierung und Stabilisierung der organsichen Substanz in Mikrohabitaten: Die Detritussphäre als Lebensraum und der Einfluß des Wasserhaushalts auf ihre räumliche Ausprägung Christian Poll1, Joachim Ingwersen1, Michael Stemmer2, Ellen Kandeler1 1Universität Hohenheim, Institut für Bodenkunde und Standortslehre (310), Emil-Wolff-Str. 27, 70593 Stuttgart, Deutschland 2 Universität für Bodenkultur, Institut für Bodenforschung, Gregor-Mendel-Str. 33, 1180 Wien, Österreich Einleitung Räumliche Heterogenität spielt bei die Untersuchung von Prozessen im Boden in den letzten Jahren eine wachsende Rolle (ETTEMA & WARDLE 2002). So erfolgt z.B. die Mineralisierung und Stabilisierung organischer Substanz nicht homogen über den kompletten Boden verteilt, sondern ist konzentriert in sogenannten „hot spots“. Während wir uns in der ersten Projektphase zunächst auf die mikrobielle Besiedlung und den Umsatz der org. Substanz in den kleinsten Mikrohabitaten (Korngrößenfraktionen, siehe POLL et al. 2003) konzentriert haben, werden wir uns in der zweiten Projektphase mit den mikrobiellen Prozessen an der Grenzfläche zwischen Streu und Boden beschäftigen. In früheren Versuchen wurde beobachtet, daß sich die Detritussphäre auf ca. 2 mm beschränkt, wobei in diesen Versuchen der Wassergehalt auf einen konstanten Wert eingestellt wurde (GAILLARD et al. 1999, KANDELER et al. 1999). Material und Methoden Für die Untersuchungen wurde Unterboden der Weizen-NPK-Variante der zentralen Flächen des SPP in Rotthalmünster verwendet. Der Unterboden wurde zunächst gewählt, da aufgrund der geringeren Corg-Gehalte eventuelle Unterschiede in der Ausbildung von Gradienten deutlicher werden. Für einen ersten Versuchsansatz wurde der Boden in Zylinder (d = 5.6 cm, h = 3 cm, ρS = 1.2 g/cm³) gefüllt und anschließend mit definierten Saugspannungen (pF 1.8 und pF 2.5) equilibriert. Als Streu diente gehäckselte und angefeuchtete Maisstreu > 2 mm. Die Inkubation erfolgte zwei Wochen bei 10°C in einer Klimakammer. Anschließend wurden Boden und Streu getrennt und eingefroren. Von den Bodenproben wurden mit einem Gefriermikrotom Schnitte in verschiedenen Tiefen (siehe Abb.2 und 3) hergestellt. Zur Charakterisierung der Tiefenhorizonte dienen die Messung von Enzymaktivitäten, die Extraktion und Bestimmung von PLFAs sowie deren C12/13-Verhältnis und die Bestimmung des C12/13-Verhältnis der organischen Bodensubstanz. Die Enzymaktivitäten werden mit MUF-Substraten bestimmt (MARX et al. 2001, VEPSÄLÄINEN et al. 2001), die PLFA-Bestimmung erfolgt nach FROSTEGÅRD et al. (1993). Mittels der Enzymaktivitäten wird zunächst eine Grundcharakterisierung vorgenommen, anhand derer entschieden wird, an welchen Schnitttiefen die weiteren Untersuchungen durchgeführt werden sollen. Die PLFA-Analyse dient der Analyse der Gemeinschaftsstruktur der Mikroorganismen sowie der Bestimmung der Biomasse, die Bestimmung des C12/13-Verhältnisses in den PLFA soll klären, ob die zu erwartende höhere Biomasse in den streunahen Schichten auf Inkorporation von Maisstreu zurückzuführen ist oder ob org. Bodensubstanz zum Aufbau von Biomasse verwendet wurde. Mit dem C12/13-Verhältnisses der org. Bodensubstanz soll überprüft werden, inwieweit es zu einem Transport von org. Substanzen aus der Maisstreu in den Boden kommt. Die Streu wird sowohl vor als auch nach der Inkubation durch Bestimmung des C/N-Verhältnisses, der mikrobiellen Biomasse, der PLFA und Enzymaktivitäten charakterisiert. Abb.3: Photo des Gefriermikrotoms mit einer zu schneidenden Probe Abb.1: Idealisierte Darstellung eines Gradienten eines mikrobiologischen Parameters in Abhängigkeit von der Entfernung zur Streu, abgeleitet aus GAILLARD et al. 1999, KANDELER et al. 1999 Fragestellung/Arbeitshypothese Die eigenen Untersuchungen haben das Ziel, die Prozesse der Mineralisierung und Stabilisierung organischer Substanz in der Detritussphäre aufzuklären. Es soll zum einen der Zusammenhang zwischen Funktion und Struktur der Mikroorganismengemeinschaft und zum anderen der Einfluß des abiotischen Faktors Wasser auf die räumliche Ausbildung der Detritussphäre untersucht werden. Letzteres zielt auf die Frage des Transports von leicht löslichen organischen Substanzen und Bakterien aus der Streu bei unterschiedlichen Saugspannungen und Wassergradienten. Es wird erwartet, daß sich bei den mikrobiologischen Parametern ein wie in Abb.1 idealisiert dargestellter Gradient einstellt, mit diesem Gradienten eine Sukzession innerhalb der Mikroorganismengemeinschaft einher geht und die räumliche Ausprägung des Gradienten vom Wasserhaushalt abhängt. Ausblick Erste Ergebnisse aus dem statischen Versuchsansatz werden dieses Frühjahr erwartet. Als nächster Schritt ist dieses Jahr geplant, in einem weiteren Versuchsansatz mittels Beregnung einen hydraulischen Gradienten anzulegen. Es wird erwartet, daß sich dadurch eine größere räumliche Ausdehnung der Detritussphäre ergibt, welche auf die unterschiedlichen Transportarten (Diffusion  Konvektion) zurückzuführen wäre. Parallel dazu soll in begleitenden Versuchsansätzen der Transport von Bakterien untersucht werden. Weitere mögliche Varianten sind die Verwendung einer anderen Streu, Verwendung von Oberbodenmaterial oder die Entnahme von ungestörten Bodenproben. Abb.2: Anordnung der Analysehorizonte in einem Stechzylinder,die Schnittdicke des Gefriermikrotoms beträgt 100µm Literatur Ettema C.H. & Wardle D.A. 2002: Spatial soil ecology. Trends in Ecology & Evolution 17, 177-183. Frostegård A., Bååth E. & Tunlid A. 1993: Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbial Methods 14, 151-163. Gaillard V., Chenu C., Recous S. & Richard G. 1999: Carbon, nitrogen and microbial gradients induced by plant residues decomposing in soil. European Journal of Soil Science 50, 567-578. Kandeler E., Luxhøi J., Tscherko D. & Magid J. 1999: Xylanase, invertase and protease at the soil-litter interface of a loamy sand. Soil Biology and Biochemistry 31, 1171-1179. Marx M.-C., Wood M. & Jarvis S.C. 2001: A microplate flourimetric assay for the study of enzyme diversity in soils. Soil Biology and Biochemistry 33, 1633-1640. Poll C.,Thiede A.,Wermbter N.,Sessitsch A. & Kandeler E. 2003: Micro-scale distribution of microorganisms and microbial enzyme activities in a soil with long-term organic amendment. European Journal of Soil Science, accepted. Vepsäläinen M., Kukkonen S., Vestberg M., Sirviö H. & Niemi R.M. 2001: Application of soil enzyme activity test kit in a field experiment. Soil Biology and Biochemistry 33, 1665-1672.