UNIVERSITÉ DES ANTILLES ET DE LA GUYANE FACULTÉ DES SCIENCES EXACTES ET NATURELLES

1. MASTER RECHERCHE EN SCIENCES ET TECHNOLOGIES BIODIVERSITÉ TROPICALE Spécialité: Ecosystèmes Naturels et Exploités UNIVERSITÉ DES ANTILLES ET DE LA GUYANEFACULTÉ DES SCIENCES EXACTES ET NATURELLES Analyse de la diversité des champignons ectomycorhiziens et des ectomycorhizes du Raisinier bord de mer (Coccoloba uvifera L.) le long d’un gradient de salinité en forêt littorale Raymond AVRIL Directeur de stage : Amadou Bâ Laboratoire de Biologie et Physiologie Végétales (LSTM-UMR113)

2. PLAN DE L’EXPOSÉ INTRODUCTION • Qu’est-ce qu’une symbiose ectomycorhizienne? • Contexte de la recherche • Ojectifs de l’étude MATERIELS ET METHODES • Présentation du site et plan d’échantillonnage • Diversité morphologique des sporophores et des ectomycorhizes • Diversité génétique des sporophores et des ectomycorhizes RESULTATS ET DISCUSSION CONCLUSIONS ET PERSPECTIVES

3. Qu’est-ce qu’une symbiose ectomycorhizienne? • Association mutualiste entre un champignon du sol et une racine de plante pour former un nouvel organe mixte appelé ectomycorhize (ECM) à l’origine de la partie fructifère du champignon appelée sporophore. Photosynthétats Plante Champignon C. uvifera Minéraux Ectomycorhizes Sporophore

4. Contexte de l’étude • C. uvifera a une distribution pantropicale • Arbre à usages multiples (reboisement, fruits comestibles …) • Contraintes subies en bordure de mer : vent, embrunsmarins, salinité,piétinement des plantules … • La symbiose ectomycorhizienne améliore la résistance des plantules aux stress hydrique et salin (Bandou et al., 2006) • La diversité des champignons ectomycorhiziens de C. uvifera est encore peu connue (Bandou, 2005) Champignons comestibles Plantation d’ornement Fruits comestibles

5. OBJECTIFS • Évaluer l’impact de la salinité sur les communautés de champignons ectomycorhiziens des arbres-mères et des plantules de C. uvifera • Déterminer à quel point les arbres-mères et leurs plantules partagent un cortège ectomycorhizien commun C. uvifera en bordure de mer Plantules et sporophores de Russula cremeolilacina

6. MATERIELS ET METHODES 2 5 3 6 4 1 Altitude < 1m Mer _ _ 15 2 Salinité (‰) 30 m 1-PRESENTATION DU SITE • Plage de Bois Jolan (Commune de Sainte-Anne) • Gradient de salinité (15-2‰) • Arbres de petites tailles (1, 4, 6) en milieu salé (15‰) • Arbres de grandes tailles (3, 5, 2) en milieu peu salé (2‰) • Régénération naturelle à partir de grainesuniquement en milieu peu salé • Sol sableux, calcaire, pauvre en matière organique le long du gradient

7. MATERIELS ET METHODES (suite) 15 m 8m 2 30 m 5 8m 5m 3 _ 2 8m 6m 4m 15 _ 4 Salinité (‰) Mer 2- PLAN D’ECHANTILLONNAGE • Dix carottages de sol sous le houppier pour échantillonner des racines de chaque arbre-mère (1 à 6) • Les racines de dix plantules à peu près du même âge ont été échantillonnées sous le houppier à 1 m du tronc de chaque arbre-mère (5, 3, 2) • Identification des sporophores récoltés le long du transect (août 2008 à février 2009) 1 6

8. MATERIELS ET METHODES (suite) 3- CARACTERISATION DES MORPHOTYPES (MT) D’ECTOMYCORHIZES • Rinçage des racines à l’eau courante et observation sous la loupe binoculaire et au microscope optique. • Différenciation des MT sur la base de la texture et la couleur du manteau fongique, de la présence des anses d’anastomoses, des cordons mycéliens et des sclérotes. • Taux de mycorhization = nombre de racines mycorhizées/nombre total de racines observées x 100 pour chaque MT. Brun foncé feutré Blanc poilu Brun clair feutré Jaune pâle cireux Jaune pâle poilu Blanc brillant lisse

9. MATERIELS ET METHODES (suite) 4- CARACTERISATION MOLECULAIRE DES MORPHOTYPES D’ECTOMYCORHIZES ET DES SPOROPHORES 4.1- Extraction d’ADN • Kit de purification d’ADN Dneasy de QIAGEN • 4.2- Amplification de l’ITS (Internal transcribed spacer) par la réaction de polymérisation en chaîne (PCR). • Etape de dénaturation : 95° C pendant 5mn, 35 cycles à94° C pendant 30 s • Etape d’hybridation: 55° C pendant 30 s • Etape de polymérisation : 72° C pendant 1mn 30s, 72°C pendant 7mn ITS= ITS1 + 5.8S + ITS2 Amorces utilisées: ITS1 et ITS4

10. MATERIELS ET METHODES (suite) 4- CARACTERISATION MOLECULAIRE DES MORPHOTYPES D’ECTOMYCORHIZES ET DES SPOROPHORES (suite) • 4.3- Etude du polymorphisme de longueur des fragments de restriction de • l’ITS • Digestion de l’ITS avec l’enzyme de restriction Hinf I Site 2 Site 3 Site 1 ADN 1 4 kb 5 kb Site 3 Site muté Site 1 ADN 2 9 kb mutation 9 kb 5 kb 4 kb • Fréquence des ribotypes= nombre de ribotypes/nombre total de ribotypes x 100 pour chaque ribotype. • 4.4- Séquençage de l’ITS • Détermination de l’ordre d’agencement des nucleotides de l’ITS de chaque ribotype (séquençage réalisé au LSTM-UMR113 à Montpellier).

11. RESULTATS ET DISCUSSION 1- DIVERSITE DES SPOROPHORES • en milieu peu salé (2‰) S. bermudense 194 sporophores de six espèces reparties comme suit: C. cannabarinus • en milieu salé (15‰) I. littoralis 30 sporophores de S. bermudense I. xerophytica A. arenicola + * * + R. cremeolilacina Sporophores de S. bermudense Sporophores de C. cinnabarinus • La salinité affecte la diversité des sporophores

12. e bcde de cde abcd 2- DIVERSITE DES MORPHOTYPES D’ECTOMYCORHIZES abc abc • en milieu peu salé • en milieu salé abc • 9 MT: 6 communs aux AM et P et 3 uniquement sur les P abc • 3 MT sur les AM ab ab ab ab ab ab bbl bff a a a • Les 3 MT en milieu salé sont également présents en milieu peu salé • La salinité diminue la diversité des MT • Les AM et les P partagent un cortège ectomycorhizien commun

13. RESULTATS ET DISCUSSION (suite) 3- DIVERSITE DES RIBOTYPES • 6 ribotypes (A, B, C, D, E et F) pour 9 MT décrits • Un même ribotype peut correspondre à des morphotypes différents et vice-versa • Les ribotypes A, B, C et D correspondent respectivement à S. bermudense, R. cremeolilacina, C. cinnabarinus et I. xerophytica • Les ribotypes E et F n’ont pas de sporophores correspondants • La diversité des MT ne correspond donc pas à celle des ribotypes

14. c c RESULTATS ET DISCUSSION (suite) • en milieu peu salé • en milieu salé b c c • S. bermudense (A), Tomentella sp1 (E) et Tomentella sp2 (F) sont majoritairement présents sur les racines des arbres-mères et leurs plantules • S. bermudense (A) est majoritairement présent sur les racines bc bc ab a a a a a a a • S. bermudense, Tomentella sp1 et Tomentella sp2 pourraient constituer des réseaux ectomycorhiziens potentiels reliant les arbres-mères et leurs plantules • S. bermudense serait le champignon le mieux adapté à la salinité

15. I II III IV V VI VII VIII • Séquençage de l’ITS • 8 ribotypes identifiés à 8 groupes phylogénétiques • 2 groupes sans MT: • (II) A. arenicola, (IV) I. littoralis • 2 groupes sans sporophores: • (VII) Tomentella sp1, (VIII) Tomentella sp 2. • 4 groupes reliés à des MT: • (I) C. cinnabarinus, (III) I. xerophytica, (V) S. bermudense et (VI) R. cremeolilacina

16. CONCLUSIONS • La salinité a eu un impact négatif sur la diversité des champignons ectomycorhiziens associés à C. uvifera • Les sporophores ont été de mauvais indicateurs de diversité • Des réseaux ectomycorhiziens potentiels pourraient relier les arbres-mères et leurs plantules

17. Carbone PERSPECTIVES On pourrait considérer la forêt littorale à C. uvifera comme une « nursery » où les plantules profiteraient des arbres-mères via les réseaux ectomycorhiziens communs.

18. MERCI DE VOTRE ATTENTION !