Cours Spectrométrie de Masse

1. Cours Spectrométrie de Masse La Désorption Ionisation Laser Assistée par Matrice : le MALDI Sarah SANGLIER Laboratoire de Spectrométrie de Masse BioOrganique UMR 7512 (Dir : Alain Van Dorsselaer) CNRS - Université Louis Pasteur Strasbourg Cours ESBS Octobre 2005 Tel: 03 90 24 27 78 ssangli@chimie.u-strasbg.fr

2. L’ionisation laser assistée par matrice Matrix Assisted Laser Desorption Ionisation (MALDI) • - génère des ions à une seule charge MH+ (monochargé) • - l’ionisation se fait sous pression - tolérance aux sels et détergents - principalement couplée à un analyseur TOF (Temps de Vol) : sensibilité : 10-15 - 10-18 moles résolution :5000 - 10 000 en routine, précision :20 ppm Première publication: Laser desorption ionisation of proteins with molecular masses exceeding 10000 Da, Karas M. and Hillenkamp F. Anal. Chem. 60, 2299-2301 (1988)

3. L’ionisation électrospray : Règles d’ionisation des biomolécules en ESI - Ionisation positive (le voltage de source est positif) : Elle se fait souvent par protonation d’un site basique, par exemple sur un acide aminé comme K, R, (H) -NH3+ -NH2 - Ionisation négative (le voltage de source est négatif): Elle se fait par perte d’un proton, par exemple sur un acide aminé comme D, E L’ionisation négative est moins sensible que le mode positif. Souvent utilisée pour DNA et RNA -COO- -COOH Les peptides et protéines contiennent de nombreux groupes basiques ou acides qui peuvent recevoir des charges positives ou négatives

4. L’ionisation laser assisté par matrice: MALDI (Matrix Assisted Laser Desorption Ionisation) • Le MALDI est basé sur l’utilisation d’un composé (la matrice) qui absorbe à 337 nanomètres • L’analyte est dilué environ 10 000 fois dans cette matrice • L’échantillon est introduit dans le spectromètre après complète évaporation des solvants. Il n’y a donc pas de couplage avec la chromatographie possible • La source d’ions MALDI est principalement couplée à un analyseur à temps de vol (MALDI-TOF)

5. Principe de l’analyse MALDI-TOF • Co-crystallisation d’une matrice et d’un échantillon • Le dépôt cristallin est irradié par des impulsions laser • Désorption et ionisation des molécules de matrice et de l’échantillon • Accélération des ions formés dans un champ électrique en source • Séparation des ions selon leur rapport m/z dans le tube de vol • Détection des ions et mesure du temps écoulé entre un T0 et l’impact sur le détecteur

6. Laser + Co-crystallisation de l’échantillon et de la matrice photosensible Excitation des molécules de matrices par l’impulsion laser Ionisation et désorption de l’échantillon Principe de la désorption de l’échantillon L’impulsion laser provoque localement un échauffement du dépôt et de micro-explosions L’échauffement entraîne des collisions et le transfert de charges de la matrice à l’échantillon

7. 1. Préparation du dépôt La qualité de l’analyse dépend en grande partie de la qualité du dépôt du couple échantillon matrice. Trois types de dépôts peuvent être utilisés dans l’analyse protéomique. - couche mince - goutte séchée - sandwich Le dépôt le plus fréquemment utilisé est celui dit en goutte séchée

8. Préparation du dépôt • Dépôt en “couche mince” (“thin layer”) Matrice à saturation dans l’acétone H2O/TFA O,1% Protection du dépôt Dépôt de l’échantillon sur la goutte d’eau acide Dépôt de l’échantillon sur la matrice Echantillon cristallisé avec la matrice Echantillon déposé sur H2O/TFA O,1% Incorporation de l’échantillon dans les couches supérieures de la matrice

9. 2. Préparation du dépôt Dépôt en goutte séchée (“dried droplet”) Matrice à saturation dans H2O/ACN Mélange Dépôt Echantillon Matrice Mélange direct sur la cible Echantillon Matrice Co-cristallisation échantillon matrice Matrice à saturation dans H2O/ACN diluée X3

10. Préparation du dépôt • Comparaison des deux techniques de dépôts Avantages : Goutte séchée : rapide, résistant, lavage Couche mince : permet un lavage (sandwich), plus sensible ! Désavantages : Goutte séchée : mauvaise conservation Couche mince : conservation plus longue, nombre de tirs limités

11. Préparation du dépôt • Dépôt de type Sandwich Couche de matrice à saturation dans l’acétone (0,5 µl) (Pain) H2O/TFA O,1% Protection du dépôt (0,7 µl) (Beurre) Echantillon (0,5-1 µl) (Jambon) Sur couche de matrice à saturation dans H2O/ACN (Pain)

12. 1. Préparation du dépôt Aspect de différents dépôt MALDI-TOF avec l’a-Cyano-4-HydroxyCinnamic Acid Sandwich Goutte séchée Couche mince Goutte séchée 1/3

13. Préparation de l’échantillon L’analyse MALDI-TOF est une technique de spectrométrie de masse qui est relativement tolérante vis à vis des composés qui accompagnent généralement l’échantillon à analyser. Cependant certains échantillons ne pourront être analysés qu’après un traitement préalable le rendant compatible pour l’analyse MALDI-TOF. La personne qui va réaliser l’analyse MALDI-TOF et qui n’est pas la personne qui a préparé l’échantillon doit poser un certain nombre de questions qui orienteront son choix pour la préparation de l’échantillon.

14. Préparation de l’échantillon Les questions : - type de molécule à analyser (choix de la matrice) - type d’échantillon (gel, liquide, poudre) - nature des solvants accompagnants l’échantillon - pH - présence de sels - présence de détergents Ces informations vont conditionner les traitements qui seront réalisés pour rendre l’échantillon compatible pour l’analyse MALDI-TOF

15. Aspect du dépôt sandwich en présence de composés non compatibles avec l’analyse MALDI-TOF pH 8 SDS ACN ACN trop concentré (>30%) Solubilisation de la matrice et obtention d’une goutte séchée après évaporation de l’ACN Analyse possible Tris HCl 0,1 M pH 8 Dissolution de la matrice due au pH basique de la solution. Analyse impossible SDS 0,1% Formation d’une couche cristallisée de SDS Analyse impossible

16. Elimination des sels par lavage direct du dépôt Il est possible de « dessaler » un échantillon sur cible par un lavage direct de l’échantillon à l’aide de 1 µl d’eau acidifiée par 1% de HCOOH. Ce type de lavage, sur un dépôt en goutte séchée ou en sandwich, permet un dessalage rapide de l’échantillon sans quasiment aucune perte. Les sels sont solubilisés par l’eau, les peptides restent cristallisés avec la matrices. H2O/HCOOH échantillon sels matrice

17. 1. Préparation du dépôt Le choix de la matrice La matrice est un point important dans l’analyse. Son choix peut conditionner la réussite ou l’échec de l’analyse • Caractéristiques de la matrice • Petit composé organique, photosensible (cycle aromatique) • Faible volatilité (10-7 mbar) • Compatible avec le solvant de l’analyte (soluble) • Bonne absorbance à la longueur d’onde du laser (337 nm) • Capable de transférer une ou plusieurs charges à l’analyte (acide)

18. 2,5-DiHydroBenzoic acid (DHB) a-Cyano-4-HydroxyCinnamic Acid (HCCA) • Absorbance à 337 nm • Cristallisation aisée • Solubles dans les solvants organiques Sinapinic Acid (SA) 2. Les matrices Trois matrices permettent de réaliser une grande partie de analyses surtout dans le domaine de la protéomique.

19. 2. Les matrices Matrices usuelles et types d’échantillons Matrice Type d’échantillon a-cyano (HCCA) Peptides / Protéines / Glycoprotéines Acide Dihydroxybenzoïque (DHB) Peptides / Peptides Glycosylés, Phosphorylés Polymères polaires / Glycannes Acide sinapinique (SA) Protéines / Glycoprotéines / Polymères polaires Peptides (Ref) HCCA + DHB

20. 2. Les matrices Structures d’autres matrices Caffeic acid 2,4,6- Trihydroxyacetophenone (THAP) (Oligonucléotides) Picolinic acid (PA) 2-(4-Hydrophenylazo)benzoic acid 3-Hydroxypicolinic acid (HPA) (Oligonucléotides)

21. 2. Les matrices Autres matrices et types d’échantillons Matrice Type d’échantillon Oligonucléotides THAP Oligonucléotides HPA Polymères apolaires / Molécules organiques diverses Dithranol Le point commun entre l’ensemble de ces différentes matrices est la présence d’un noyau aromatique ainsi que leur caractère acide.

22. Type d’échantillon L’échantillon peut se présenter sous trois formes - Solide (poudre, cristal) - Liquide (solution) - Gel (électrophorèse) La forme sous laquelle se présente l’échantillon va orienté son mode de préparation pour l’analyse MALDI-TOF. Généralement, les échantillons destinés à l’analyse « protéomique » se présentent inclus dans un gel. L’échantillon sous forme de gel est le plus facile à traiter. L’échantillon sous forme liquide réserve souvent des surprises et nécessite un traitement qui peut être plus difficile.

23. 20 kVolts 0 volts Cible Zone de vol libre d’accélération Zone d’accélération Détection: Mesure du temps écoulé depuis le départ des ions Départ: Formation des ions par un bref tir laser (5 nano sec.) L'ionisation MALDI est, par principe, naturellement couplée à un analyseur à temps de vol (TOF).

24. Analyseur à temps de vol source détecteur Ions positifs (m/z) -20 kV V = + 30 kV d La mesure du temps permet de calculer m/z, et donc la masse

25. Le mode linéaire permet d’analyser les masses élevéesMALDI - LR linear mode - intact protein mixture Myoglobin Cytochrome c Trypsinogen

26. Différents modes de fonctionnement d’un spectromètre de masse à temps de vol • 1- Le spectromètre de masse à analyseur TOF peut travailler: • - sans réflectron (mode linéaire) • - avec réflectron • - avec ou sans extraction retardée des ions • 2- Selon le mode de fonctionnement choisi (4 combinaisons possibles) les performances seront différentes pour: • - la résolution • - la sensibilité • - la mesure des masses moléculaires élevées

27. Extraction retardée Lentille 2 0 kV Lentille 1 15 kV 20 kV Cible

28. Extraction retardée Lentille 2 0 kV Bref tir laser (3 à 7 nano sec) Lentille 1 15 kV Plasma 20 kV Cible

29. Extraction retardée Vers le TOF Lentille 2 0 kV Lentille 1 15 kV Ions avec des énergies Cinétiques dispersées Et des t0 différents 20 kV Cible

30. Extraction retardée Vers le TOF Lentille 2 0 kV Extraction retardée Lentille 1 20,5 kV Ions avec des t0 resynchronisés 20 kV Cible

31. L’extraction retardée Potentiel lentille 2 (K volts) 20,5 15 Délai Temps 2em départ (synchronisé) Tir laser Le délai doit être optimisé (50, 100, 300 nanosecondes) en fonction des masses moléculaires étudiées (gamme 5000, 20000, 100000 daltons). Délai permet une focalisation en temps. Delayed extraction matrix-assisted laser desorption time-of-flight mass spectrometry M. L. Vestal, P. Juhasz, S.A. Martin, Rapid communication in mass spectrometry 9, 1044-1050, (1095)

32. Réflectron Le réflectron permet d’augmenter la résolution source réflectron 130 V - 3 kV V = + 3 kV Ions positifs (m/z) -20 kV Il y a focalisation en énergie cinétique et allongement du tube de vol détecteur

33. Un appareil MALDI-TOF linéaire avec DEMALDI LR-Linear mode (Micromass) Effective flight path = 1.0 m

34. Un appareil MALDI-TOF à réflectron avec DEMALDI-LR Dual Detector Reflectron mode (Micromass) Effective flight path = 2.3 m

35. Réflectron

36. Influence du reflectron sur la résolution M@LDI-LR Dual Detector Reflectron mode (Micromass) Linear mode ACTH resolution >7000 FWHM Reflectron mode ACTH resolution >15,000 FWHM

37. Avantages apportés par le réflectron et par l'extraction retardée.

38. Spectre de masse MALDI des glycopeptides 16-36 et 17-36 de la sous-unité b de la hFSH 17-36 16-36

39. Méthodologie MALDI-MS de déterminationde la spécificité d’une enzyme

40. Méthodologie MALDI-MS de déterminationde la spécificité d’une enzyme

41. Spécificité de la cathepsine G sur la chaîne B oxydée de l’insuline bovine

42. Spectre de masse MALDI de l’aérolysine heptamère : MM = 334 900 Da

43. prélèvement du spot • lavage par NH4HCO3/ACN (50/50) X 3 • déhydratation par de l’ACN • réduction DTT (57°C 45 min.) • alkylation Iodoacétamide (30 min.) • lavage ACN • lavage par NH4HCO3/ACN (50/50) X 2 • déhydratation par de l’ACN • digestion enzymatique (12 H 37°C) NH4HCO3 : 25 mM (98,5 mg/50 ml) DTT : 10 mM (15,4 mg/10 ml) Iodoacétamide : 55 mM (102 mg/10 ml) Trypsine Proméga V5111 : 12,5 ng/µl Préparation de l’échantillon inclus dans un gel « Digestion in gel »

44. Préparation de l’échantillon inclus dans un gel « Digestion in gel » Alkylation (25 min) Réduction (57°C_45 min) Lavage par NH4HCO3/ACN (50/50) (10 min) Déhydratation ACN Déhydratation ACN Digestion à la trypsine (37°C, 12 heures) Lavage par NH4HCO3/ACN (50/50) (10 min)

45. Préparation de l’échantillon inclus dans un gel « Digestion in gel » La digestion « in gel » est une technique relativement simple, ce n’est qu’une succession de lavages, mais des précautions sont tout de même indispensables. Le risque principal est la présence de protéines contaminantes en concentration supérieure à celle de la protéine à identifier. Le principal contaminant est la kératine qui est une protéine présente au niveau de la peau, des cheveux, des pulls … Il est possible d’éviter cette contamination par la kératine en prenant quelques précautions lors du traitement de l’échantillon

46. Spectre MALDI-TOF d’un digeste trypsique d’ADH (100 fmol ADH) Goutte séchée 1/3 Résolution Isotopique Résolution : 12739

47. Liste des masses mesurées par MALDI-TOF La “peak liste” est utilisée pour faire les recherches dans les banques de données par le biais de différents moteurs de recherche (MS-Fit,Mascot, GlobalServer, Profound,PeptideSearch,…) Identification

48. Résultats de la Recherche MASCOT

49. A retenir à propos de l’ionisation par MALDI 1 - Le MALDI génère des ions monochargés. 2 - L’ionisation par MALDI est très douce. On observe que les ions moléculaires ne fragmentent pas. 3 - Le MALDI n’est pas compatible avec le couplage LC-MS 4 – Les spectromètres de masse MALDI-TOF sont très sensibles (femtomoles voire attomole) 5 – MALDI utilisé en analyse protéomique pour l’obtention de cartes peptidiques massiques (« peptide mass fingerprinting »)