Quelles sont les méthodes pour étudier la migration cellulaire ?

1. Quelles sont les méthodes pour étudier la migration cellulaire ? Théo Foutel--Rodier, ENS Cachan L3 Biologie cellulaire et moléculaire

2. La migration cellulaire, un processus d’une grande importance Migration de cellules tumorales Migration des cellules embryonnaires lors de la gastrulation

3. Visualisation de la migration cellulaire Colorants cellulaires vitaux : Exemple de colorant vital : le bleu de Nil Fig : Marquage d’un embryon de Xénope au stade Gastrula par le bleu de Nil

4. Visualisation de la migration cellulaire (2) Microscopie à contraste de phase : Source :http://www.microscopyu.com/articles/phasecontrast/phasemicroscopy.html

5. Visualisation de la migration cellulaire (3) Migration d’un tapis de cellules tumorales de glandes mammaires en microscopie à contraste de phase (20s entre les deux images) (source : ww.serimedis.inserm.fr/fr/asset/search/Microcinéma/page/1)

6. Visualisation de la migration cellulaire (4) Suivi à l’or colloïdal Etude le l’activité migratoirede cellules HaCaT par suivi à l’or colloïdal Source : Identification and Functional Characterization of the Muscarinic Receptor M3 in the Human Keratinocyte Cell Line HaCaT. Metzger M. · Just L. · Boss A. · Drews U.  Cells Tissues Organs 2005;180:96–105

7. Visualisation de la migration cellulaire (5) Microscopie à epifluorescence : Fonctionnement d’un microscope à épifluorescence

8. Visualisation de la migration cellulaire (6) • Contraintes liées à l’usage de molécules fluorescentes : -Risques de photoblanchiment et de perte du signal au bout d’un certain nombre d’observation -Les flashs lumineux sont potentiellement dangereux pour les cellules 10 μm Observation de la migration d’une cellule D. discoideum avec un marquage par la GFP au microscope à épifluorescence (durée totale : 120s)

9. Technique de blessure/cicatrisation • Principe : -Observation de la migration des cellules après blessure d’un tapis confluent. • Avantages : -Facile à réaliser -Migration dans une direction préétablie -permet des mesures de cinétique • Inconvénients : -dépendant de la forme de la blessure reproductibilité difficile -la MEC peut être endommagée -destruction de cellules lors de la blessure Migration des cellules suite à une blessure.

10. Exclusion zone assay Principe :

11. Exclusion zone assay (2) Avantages : • Pas d’endommagement des cellules autour de la zone de migration • Choix possible de la MEC • Possibilité de faire des test en 3D • Mesures cinétiques possibles Limites/contraintes : • Manipulation parfois compliquée • Processus difficile à automatiser

12. Chambre de Boyden : mesure de la chimiotaxie/haptotaxie Principe de fonctionnement d’une chambre de Boyden Source :http://www.millipore.com/antibodies/flx4/cancer_antibodies&tab1=4&tab2=2#tab2=2:tab1=4

13. Chambre de Boyden (2) Avantages Limites/contraintes Protocole de mise en œuvre parfois long Faible nombre de cellules qui traversent Impossible de faire des mesures de cinétique • Permet l’utilisation de la MEC adaptée • Fonctionne pour des cellules libres ou adhérentes • Migration dans une direction définie

14. Chambre de microfluidique Principe des tests de microfluidique Source : Cell Migration and Invasion Assays as Tools for Drug Discovery, Keren I. Hulkower and Renee L. Herber Pharmaceutics 2011, 3, 107-124; doi:10.3390/pharmaceutics3010107

15. Avantages/Inconvénients Avantages : • Besoin de peu de cellules et de composants • Possibilité de choisir la MEC • Utilisable pour des cellules libres ou adhérentes Inconvénients : • Manipulation couteuse en temps et parfois difficile à réaliser • Processus difficile à automatiser