ANÁLISIS EN FRESCO DE PECES

1. ANÁLISIS EN FRESCO DE PECES SANIDAD ACUICOLA 2013

2. ANATOMIA EXTERNA E INTERNA DE PECES OSEOS Y CARTILAGINOSOS

3. PROTOCOLOS GENERALES DE DIAGNÓSTICO • Niveles de actuación • 1 Información básica y situación epidemiológica general • 2 Historia clínica y anamnesis • 3 Examen "in situ" • 4 Selección y envío de muestras • 5 Análisis directo de los peces • 6 Pruebas “rápidas” directas • 7 Análisis complementarios • 8 Diagnóstico e interpretación de los resultados

4. ANAMNESIS E HISTORIA CLÍNICA Sobre la instalación y el problema observado: • - Características del sistema de cultivo: Jaulas, esteros. • - Localización geográfica. • - Situación dentro de la granja de las unidades afectadas • - Historiales de enfermedades previas • - Especies afectadas: Si tenemos más de una en nuestra instalación • - Rango de tallas afectadas: Tamaño, edad • - Alimentación: Tipo y pautas • - Problema específico que se ha observado: Mortalidad, mal crecimiento, anorexia • - Desde cuándo se observa ese problema • - Día donde ha comenzado el problema: “Síndrome del fin de semana” • - Condiciones ambientales y climatología previa al problema. • - Historial previo de situación de estrés: Movimientos, clasificaciones • - Tratamientos terapéuticos y vacunaciones administradas • - Temperatura: Niveles de riesgo, variaciones bruscas • - Evolución en el tiempo de la mortalidad: Aguda, crónica, intermitente.

5. Sobre los peces: • - Respuesta a estímulos: Alimentación, captura • - Distribución de los peces en el agua: Aislados, en grupo, en superficie • - Alteraciones de la natación: Ataxia, errática, en círculos, “rascado” • - Alteraciones de la actividad respiratoria: Rápida, lenta • - Alteraciones en el aspecto externo • - Se observa alguna lesión interna

9. PROCEDIMIENTO DE LA NECROPSIA • Para la realización de la necropsia realizaremos las siguientes operaciones: • 1- Extracción del ojo(s) de su(s) órbita(s) y examen interno • 2- Separación del opérculo y exposición de branquias • 3- Apertura de la cavidad abdominal • 4- Apertura y exposición del cerebro • 5- Observación de la musculatura

10. 1.- Extracción del globo ocular de la órbita. Lo observaremos y realizaremos una incisión en su plano medio para evidenciar su interior. Nos fijaremos en su forma, la presencia de la retina y el cristalino, su aspecto y la presencia de alteraciones como masas anormales de tejido, sangre, burbujas de aire, opacidad de córnea o de cristalino, etc.

12. 2.- Separación de opérculo y observación de branquias. • Procederemos a cortar el opérculo, observando también su cara interna. Procederemos posteriormente a observar cada uno de los arcos branquiales observando su color, aspecto y presencia de formaciones extrañas.

13. 3.- Apertura de la cavidad abdominal • . Para la apertura de la cavidad abdominal, procederemos del modo siguiente: • - Realizaremos una incisión a nivel del ano (recomendamos con tijeras), dirigiéndonos en unos 45 grados y en dirección craneal hacia la línea lateral del ejemplar, siguiendo la incisión cranealmente más o menos a nivel de esta línea lateral hasta llegar a la región branquial. • - A continuación, volveremos al ano y realizaremos una incisión en dirección craneal en la línea media ventral hasta llegar a la base de las branquias. • - Realizaremos una tercera incisión uniendo los dos cortes en la zona branquial y podremos levantar la pared abdominal.

15. Al levantarla, observaremos si hay adherencias y el aspecto que presenta la cara interna del abdomen. • Reconoceremos todos y cada uno de los órganos internos, su color y aspecto. • Retiraremos la vejiga natatoria para exponer mejor el riñón. • También podemos cortar a nivel de esófago e intestino posterior y extraer el paquete visceral para su mejor examen. En este punto observaremos y anotaremos cualquier lesión que aparezca. • Más adelante del capítulo comentaremos las más importantes que podemos encontrar.

18. 4.- Apertura del cráneo y exposición del sistema nervioso central. • Esta técnica es bastante variable según la especie y la localización del cerebro en ésta. • La apertura puede iniciarse por una incisión entre las narinas, para seguir de forma simétrica hacia la zona superior de cada una de las órbitas oculares. • Desde esta zona hay que seguir cortando el cráneo en dirección caudal hasta llegar a la zona de separación entre cráneo y tronco y unir las dos incisiones paralelas. • Posteriormente y haciendo palanca con las pinzas, levantar cuidadosamente para exponer el encéfalo.

20. 5- Observación de la musculatura • Es conveniente también levantar la piel de la región media para observar el aspecto de la musculatura. • Una sección transversal de la cola del pez puede ser también útil para examinar la musculatura. • Esta maniobra puede realizarse también al inicio del proceso de la necropsia.

23. 1. El corazón bombea sangre hacia las branquias. • 2. La sangre es aireada en las branquias. • 3. La sangre arterial es dispersada dentro de los capilares, donde tiene lugar la transferencia de oxígeno y nutrientes al tejido circundante. • 4. Los nutrientes del alimento ingerido son absorbidos del intestino y transportados al hígado y posteriormente dispersados en la sangre a lo lardo de todo el cuerpo. • 5. En los riñones la sangre es "purificada" y los productos de desecho son excretados por vía urinaria. http://www.fao.org/docrep/v7180s/v7180s04.htm

26. PRUEBAS DIAGNÓSTICAS RÁPIDAS • Además de la necropsia, puede hacerse una observación con lupa binocular de los • órganos, además de una serie de pruebas directas que son de realización fácil y rápida • que son muy útiles en el diagnóstico patológico en peces, sobre todo en planta. Estas • pruebas son las siguientes:

27. RASPADOS DE PIEL • - PREPARACIÓN EN FRESCO DE BRANQUIA • - "SQUASHES" DE TEJIDO: Cerebro y órganos internos • - IMPRONTAS DE BRANQUIA • - IMPRONTAS DE TEJIDOS • - PREPARACIONES DE LÍQUIDO BILIAR Y ASCÍTICO • - PREPARACIONES DE CONTENIDO INTESTINAL • - PREPARACIONES DE MUSCULATURA

28. Raspados de piel • En los raspados de piel podremos detectar la presencia de ectoparásitos como • protozoos ciliados, monogenea, bacterias, hongos etc. El procedimiento es bastante • simple. • a/ Raspar la superficie del cuerpo y de las aletas del pez a examinar usando una hoja de • bisturí o simplemente mediante un portaobjetos

30. Preparaciones en fresco de branquia • Esta sencilla técnica puede darnos, con un mínimo de experiencia, bastante información • acerca del estado y las patologías de un órgano diana como la branquia. • a/ Tomar uno de los arcos branquiales y separar parte de los filamentos del eje del arco • hasta que se individualicen los distintos filamentos.

32. "Squashes” de tejido • Esta técnica está especialmente indicada para la detección de parásitos en los órganos. • a/ Cortar una sección fina y de pequeño tamaño del tejido a examinar. • b/ Cubrir con un cubreobjetos haciendo presión suave hasta que vemos que el tejido se • expande e introducir solución salina de la misma forma que describimos en el raspado • de piel. • c/ Observar al microscopio

34. Improntas de branquia y tejidos • En estas muestras se pueden observar la presencia de parásitos y bacterias en los diferentes tejidos. • A Cortar un trozo pequeño del órgano o branquia a examinar y con unas pinzas presionar varias veces con este trozo sobre la superficie de un portaobjetos, hasta que veamos que deja una huella. • B Dejar secar al aire o secar a la llama • C Teñir con las coloraciones habituales. Particularmente rápidas son las tinciones de Giemsa, Diff-Quick y especialmente la tinción de GRAM • DObservación al microscopio. A 1000x aumentos, si existe una infección bacteriana activa, las bacterias puedes ser observadas claramente. • Hay que prestar atención a su morfología, tamaño y disposición dentro de los órganos.

36. Ejemplos de bacterias que se pueden observar: • GRAM negativa, bacilos muy largos, formaciones en red: Tenacibaculummaritimum • GRAM negativa, bacilos muy cortos, tinción bipolar, agrupados, intracelulares: Photobacteriumdamselaesppiscicida. • GRAM negativa, bacilos largos, forma de coma: Vibrios

37. Preparaciones de líquido biliar, ascítico y contenido intestinal • También el examen del líquido ascítico, bilis o contenido intestinal pueden aportar información. • En líquido ascítico podremos observar la presencia de células inflamatorias, macrófagos con bacterias, bacterias libres, hongos, etc. • En la bilis y contenido intestinal podremos observar la presencia de parásitos (sobre todo mixosporidios) y algunos microorganismos (aunque considerando siempre la posibilidad de contaminación retrógrada de la bilis procedente del tubo digestivo). Ambos líquidos pueden recogerse mediante una punción con aguja. • El líquido ascítico lo trataremos como si fuera para realizar una extensión de sangre mientras que el líquido biliar lo depositaremos en un portaobjetos, pondremos un cubreobjetos y lo examinaremos directamente al microscopio. • Para el examen del contenido intestinal, cortaremos una sección del intestino y realizaremos un raspado de la mucosa, depositando este material en un portaobjetos, lo cubriremos y examinaremos.

38. Preparaciones de musculatura • Para los casos de control de parásitos en musculatura podemos aprovechar la técnica que se utiliza para el control de Triquinas en el músculo de cerdo. • Consiste en dos placas de cristal (placas de triquina) que se unen a presión con unos tornillos. La muestra de musculatura se introduce entre ambos cristales y se hace presión con los tornillos para que se extienda bien • Observando esta placa en la lupa se puede observar la presencia de quistes de parásitos, nematodos, etc. • Otra forma más sencilla consiste en cortar un trocito pequeño de músculo donde sospechemos que están los parásitos y lo colocaremos entre dos portaobjetos o entre un porta y un cubreobjetos. • Examinaremos a condensador cerrado.