Notions générales

1. COURS DE PARASITOLOGIE DUT ABB Notions générales Auteur : Bruno Flamand, IUT de Dijon

2. NOTIONS GENERALES DE PARASITOLOGIE Parasitisme: mode d’association permanente ou temporaire de 2 êtres vivants , l’hôte et le parasite, dont un seul, le parasite, tire bénéfice. L’association est plus ou moins néfaste à l’hôte. Cycle évolutif: suite inéluctable de transformations, se déroulant dans un ordre précis, que doit subir un parasite pour passer d’une génération à la suivante, avec ou sans passage par le milieu extérieur. Cycle direct-parasite monoxène: évolution parasitaire chez un seul hôte Cycle indirect-parasite hétéroxène: évolution parasitaire chez plusieurs hôtes successifs Ectoparasites: peau,cavités accessibles Endoparasites: cavités profondes, tissus Hôte définitif: héberge forme adulte et multiplication sexuée Hôte intermédiaire: héberge forme larvaire et multiplication asexuée

3. Quelques maladies parasitaires humaines et leurs agents: Helminthiases (vers) Oxyurose: Oxyure Ascaridiase: Ascaris Téniase: Taenia Distomatoses: Douves Bilharzioses: Schistosomes Onchocercose et Filarioses lymphatiques: Filaires Protozooses (unicellulaires) Paludisme: Plasmodiums Amibiase: Amibe Entamoeba histolytica Toxoplasmose: Toxoplasma gondii Leishmanioses: Leishmania Maladie du sommeil: Trypanosome

4. Parasitoses intestinales et/ou hépatiques,…: Oxyurose, Ascaridiase, Trichocéphalose, Taeniase, Bothriocéphalose, Echinococcose, Distomatose, Bilharziose, Amibiase, Giardiase, Cyclosporose, Cryptosporidiose, Isosporose, … Parasitoses uro-génitales: Trichomonase,… Parasitoses pulmonaires: Pneumocystose,… Parasitoses sanguines, ou lymphatiques, ou du système phagocytaire: Paludisme, Trypanosomiases, Leishmanioses, Toxoplasmose, Filarioses

5. EXTRAIT DE LA CLASSIFICATION DES PARASITES HUMAINS PROTOZOAIRES Embranchement Apicomplexa Classe Sporozoasida Plasmodiums Toxoplasma gondii* Sarcocystis hominis* Tsospora belli* Cryptosporidium parvum * Cyclospora cyanetensis Emb. Sarcomastigophora Classe Lobosasida Entamoeba histolytica* Amibes non pathogènes* Classe Zoomastogophorasida Trypanosoma brucei Trypanosoma cruzi Leishmania* Giardia intestinalis* Chilomastix mesnili* Trichomonas vaginalis* Emb. Microspora Encephalitozoon * Emb. Ciliophora Balantidium coli* *parasitoses autochtones: trouvées en France, en région tempérée…

6. METAZOAIRES Embranchement Némathelminthes Classe Nématodes Espèces Ovipares Trichuris trichura* Entérobius vermicularis* Ascaris lumbricoides* Ankylostoma duodenale* Necator americanus* Strongyloides stercoralis* Toxocara canis/cati* Espèces Vivipares Trichinella spiralis* Wuchereria bancrofti Brugia malayi Loa Loa Onchocerca volvulus Dracunculus médinensis

7. METAZOAIRES Embranchement Plathelminthes Classe Trématodes (non segmenté) Fasciola hépatica* Dicrocoelium dendriticum Clonorchis sinensis Schistosoma Classe Cestodes (segmenté) Taenia saginata* Taenia solium Diphyllobothrium latum* Hymenolepsis nana* Echinococcus granulosus* Echinococcus multilocularis*

8. METAZOAIRES Embranchement Arthropodes Classe Insectes Ordre des Anoploures Pediculus corporis Pediculus capitis Ordre des Hémiptères Cimex lectularius Triatoma megista Rhodnius prolixus Ordre des Siphonaptères Pulex irritans Xenopsylla cheopsis Ordre des Diptères Anophèles Phlebotomus Glossina palpalis

9. COPROLOGIE PARASITAIRE • Interrogatoire du patientindispensable: origine géographique, voyage, immuno-dépression, signes cliniques,… • Prélèvement des selles: • -2 à 3 fois sur quelques jours (rareté parasitaire, émission discontinue d’éléments parasitaires) • -éviter alimentation riches en résidus (légumes verts, secs, fruits) • -transport rapide au labo • -si examen différé, fixation du prélèvement (eau formolée, milieu de conservation MIF) • Examen parasitologique: • -macroscopique des selles • -microscopique direct • -microscopique après techniques de concentration classique • -microscopique après techniques spéciales selon renseignements

10. COPROLOGIE PARASITAIRE • Examen macro: • -aspect selles (dures, moulées, molles, pâteuses, liquides) • -couleur, présence de sang ou glaires • -présence d’éléments nutritionnels • -présence de parasites macroscopiques (vers ou fragments de vers: anneaux Ténia, ascaris, oxyures…) • Examen micro (x10 et x40) : • -œufs ou larves de vers helminthes • -kystes ou forme végétative de protozoaires • -en NaCl 9g/L ou en Lugol • -coloration MIF (Merthiolate-Iode-Formol): fixation et conservation

11. TECHNIQUES DE CONCENTRATION ou D’ENRICHISSEMENT But: obtenir à partir d’une grande quantité de selles, les éléments parasitaires (oeufs, larves, kystes) trop rares à l’examen direct dans un faible volume. #Techniques physiques de sédimentation ou de flottation: -Méthode de Faust,Ingalls (œufs Schistosoma,Ascaris, larves anguillule) Diluer 5g de selles dans 300 ml d’eau glycérolée à 0,5%, Réaliser 3 sédimentations successives –1H, 45min., 30min.-en verre à pied, en jetant le surnageant , et Examiner le culot de sédimentation. -Méthode de Willis (œufs Ankylostoma, Hymenolepsis) Diluer les selles au 1/10 dans NaCl saturé (25%), filtrer sur chinois, verser la solution dans un tube à essai pour former un ménisque bombé, placer une lamelle dessus pendant 5 min., retirer la lamelle et déposer sur lame, observer rapidement avant cristallisation.

12. #Techniques physico-chimiques ou diphasiques (bonne techniques de concentration de tous les oeufs et kystes) -MIF Concentration Diluer les selles au 1/10 dans solution MIF, tamiser sur chinois, ajouter 10 ml de filtrat et 4 ml d’éther dans un tube à centrifuger, agiter énergiquement, laisser reposer 2 min., centrifuger 1min. à 1700 rpm Après centrifugation 4 couches superposées, éther lipidique, résidus lipophiles, solution de dilution, et culot à examiner. Retourner rapidement le tube, ajouter une goutte de NaCl 9g/L au culot, et examiner entre lame et lamelle. -Technique de Ritchie Diluer 3 g de selles dans 10 vol. de NaCl 9g/L, tamiser sur chinois, laisser sédimenter qq sec., centrifuger, éliminer le surnageant, et resuspendre le culot dans NaCl 9g/L. Recommencer cette opération jusqu’à obtention d’un surnageant clair, reprendre alors le culot dans formol à 10% en NaCl, laisser reposer, agiter énergiquement, ajouter 3 ml d’éther, centrifuger 2min à 1500 rpm, éliminer le surnageant, examiner le culot entre lame et lamelle

13. TECHNIQUES SPECIALES et COLORATIONS SPECIALES -Méthode de Baermann et Lee modifiée: recherche larves d’anguillules grâce à la propriété d’hydro-thermo-tropisme positif des larves -Scotch-Test de Graham: mise en évidence œufs d’oxyures -Numération des œufs: permet parfois d’apprécier le degré d’infestation par les vers adultes -Culture de protozoaires: amibes et flagellés -Coloration de Ziehl-Neelsen-Henriksen-Pohlenz: mise en évidence des oocystes de Cryptosporidium -Coloration de Weber modifiée: recherche des microsporidies

14. AUTRES EXAMENS PARASITOLOGIQUES • Urines œufs de Schistosoma haematobium (et parfois S.mansoni) • forme végétative Trichomonas vaginalis (coloration MGG) • LBA Pneumocystis carinii (coloration Gomori-Grocott) • Toxoplasma gondii (coloration Giemsa modifié) • Cryptosporidium (coloration Ziehl-Neelsen modifiée, IF acridine orange) • Prélèvement génito-urinaire Trichomonas vaginalis (MGG) • Moelle osseuse, ganglions, suc dermique Leishmania (MGG)

15. EXAMEN PARASITOLOGIQUE DU SANG Principaux parasites recherchés: Plasmodiums, Microfilaires sanguicoles, Trypanosomes. • Examen direct: mobilité des Trypanosomes et Microfilaires • Frottis sanguin avec coloration MGG ou Giemsa • Goutte épaisse colorée au Giemsa • ANALYSES IMMUNOLOGIQUES PARASITAIRES • Toutes les techniques: IFI, ELISA, Agglutination, Immunodiffusion, • soit pour la recherche d’Ag parasitaires, soit pour la sérologie • Moins pratiqués mais existants, et indispensables (et parfois seule méthode de diagnostic) pour certaines parasitoses (Ex: sérologie toxoplasmose) • ANALYSES de BIOLOGIE MOLECULAIRE