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COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS

COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS. Keite Nogueira. COLETA DE MATERIAL. Evitar contaminação com microbiota normal do paciente Coletar antes da antibioticoterapia Usar recipientes e meios de transporte apropriados Utilizar swabs sem inibidores

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COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS

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Presentation Transcript

  1. COLETA, TRANSPORTE E PROCESSAMENTO DE AMOSTRAS Keite Nogueira

  2. COLETA DE MATERIAL • Evitar contaminação com microbiota normal do paciente • Coletar antes da antibioticoterapia • Usar recipientes e meios de transporte apropriados • Utilizar swabs sem inibidores • A amostra deve ser identificada adequadamente e fornecer os dados necessários para o seu processamento

  3. MEIOS DE TRANSPORTE • Manutenção das amostras o mais próximo possível do seu estado original • Preservam a viabilidades das bactérias sem permitir sua multiplicação • Impossibilitam a realização da bacterioscopia de amostras acondicionadas nos mesmos.

  4. FERIDAS, ABSCESSOS, EXUDATOS • COLETA DAS AMOSTRAS: • Descontaminar as margens e superfícies da lesão com álcool 70% ou PVPI com salina (1:1) • Proceder nova limpeza com soro fisiológico. • Coletar o material purulento na parte mais profunda da ferida. • Caso a lesão seja fechada, desinfetar a pele e puncionar o material. • Biópsias de pele devem ser coletadas de ferida em queimados.

  5. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS Secreção Ocular e uretral Secreções em geral

  6. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  7. FERIDAS, ABSCESSOS, EXUDATOS • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Semeadura em Ágar Sangue e Ágar Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC em ATM normal • obs: proceder microscopia para avaliar qualitativamente a amostra

  8. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  9. FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS

  10. SECREÇÃO DE OROFARINGE COLETA • Expor as tonsilas com um abaixador de língua • Utilizando swab fazer esfregaços sobre as tonsilas e faringe posterior (procurar áreas de hiperemia, pus ou placas) • Coletar dois swabs (1 p/ cultura e 1 p/ bacterioscopia) • Enviar imediatamente o material ao laboratório

  11. SECREÇÃO DE OROFARINGE

  12. SECREÇÃO DE OROFARINGE • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Pesquisa de estreptococos ß-hemolíticos em ágar sangue fazendo cortes no ágar para evidenciar hemólise. • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal • Obs: a bacterioscopia pelo Gram não é útil.

  13. SECREÇÃO DE OROFARINGE • As culturas de orofaringe são obtidas somente para o diagnóstico da faringite estreptocócica, exceto em caso de pesquisa de portadores de bactérias envolvidas em surtos de infecção hospitalar e pesquisa de C. diphtheriae

  14. SECREÇÃO OCULAR - COLETA • Secreção conjuntival: • Para bacterioscopia e cultura: swabs de algodão alginatado • Para pesquisa de clamídia: alça bacteriológica, espátula de Kimura ou swabs de algodão alginatado • Úlcera de córnea: Espátula de Kimura, alça de platina ou lâm. de bisturi e agulhas descartáveis. • Obs: anestésico recomendado - hidrocloridrato de proparacaína (0,5%)

  15. SECREÇÃO OCULAR • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram (delimitar a lâmina) • Semeadura em Ágar Sangue e Ágar Chocolate • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e em tensão de CO2 para o ACH.

  16. SECREÇÃO NASAL • Indicada para pesquisa de portadores de S. aureus (MRSA) • Inserir um swab cuidadosamente pelo menos 1 cm dentro da narina e girá-lo. • Colocar em tubo de ensaio esterilizado e enviar imediatamente ao laboratório. • Semear em ágar sangue ou Manitol Salt Agar (MSA) • 3 amostras consecutivas negativas para MRSA: paciente livre do estado de portador

  17. SECREÇÃO DE OUVIDO • O material deve ser coletado pelo médico, por timpanocentese e encaminhado imediatamente ao laboratório • Em frasco próprio de transporte para anaeróbios • Material do ouvido externo não reflete a causa da otite média, exceto quando houver ruptura recente da membrana do tímpano

  18. SECREÇÃO DE OUVIDO • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram • Semeadura em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  19. UROCULTURA • Semeadura em 30 min. ou refrigerar a 4ºC (máx. 24h). • 1ª urina da manhã ou depois de transcorridas 2 a 3 horas antes da última micção. • Não coletar urina de bolsa coletora de pacientes cateterizados com sistema de drenagem fechada. • Suspeita de BAAR: 1ª urina da manhã, 3 amostras (dias consecutivos), recomendando-se sempre fazer a cultura. • Não realizar cultura de ponta de sonda vesical.

  20. UROCULTURA • OBTENÇÃO DAS AMOSTRAS: • Jato intermediário • Saco coletor • Aspiração supra púbica • Cateterização uretral

  21. UROCULTURA • MÉTODOS DE SEMEADURA • alça calibrada: 0.01 e 0.001 mL • laminocultivo • pour plate • PROCESSAMENTO • Com alça calibrada, semear em agar CLED para contagem de colônias ou biplacas (AS/MC ou CLED/MC).

  22. UROCULTURA

  23. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS • Ex: ascítico, articular, pleural, pericárdico, etc. • Devem ser transportados imediatamente ao lab. no prazo máx. de 30 min., na própria seringa ou tubo de ensaio esterilizado. • Líquidos límpidos podem ser semeados em frascos de hemocultura. Enviar material em separado para a bacterioscopia.

  24. LÍQUIDOS CAVITÁRIOS • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram do sedimento (centrifugado) • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  25. LÍQUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS

  26. LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO

  27. LÍQUOR • Após a coleta, caso o material não seja enviado ao laboratório dentro de 15 min., deve-se usar meio de transporte para LCR. • Transferir assepticamente 1 ml de LCR para o MT de líquor, espalhando pela superfície do meio. • Enviar em tubo de ensaio esterilizado para a bacterioscopia. • Usar vidraria rigorosamente limpa e esterilizada.

  28. LÍQUOR • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram do sedimento (centrifugado) • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue e Ágar Chocolate. • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e em tensão de CO2 para o ACH.

  29. ESCARRO • Obter, de preferência, o primeiro escarro da manhã, antes da ingestão de alimentos • O paciente deve escovar os dentes sem utilizar pasta dental e enxaguar criteriosamente a boca • Orientá-lo para respirar profundamente e após esforço de tosse recolher o material em frasco estéril evitando a contaminação da parte externa do mesmo • Se o material for escasso, coletar a amostra após nebulização. • Enviar imediatamente ao laboratório em TA

  30. ASPIRADO TRAQUEAL • Introduzir uma sonda de aspiração na cânula o mais profundo possível. • Coletar o material aspirado em frasco de Luken. • Enviar imediatamente ao laboratório. • Crescimento bacteriano sup. a 106 UFC/ml é indício de pneumonia em paciente sob ventilação mecânica.

  31. ESCARRO E ASPIRADO TRAQUEAL • PROCESSAMENTO DAS AMOSTRAS: • Bacterioscopia pelo Gram de porção significativa. • Semeadura do sedimento em Ágar Sangue, Ágar Chocolate e Mac Conkey • Incubação a 35-37ºC por 24-48h em atm normal para o AS e MC e em tensão de CO2 para o ACH.

  32. ESCARRO E ASPIRADO TRAQUEAL

  33. AVALIAÇÃO DA QUALIDADE DE AMOSTRAS DE ESCARRO • Amostras que apresentarem: • < 25 leucócitos p/campo • > 10 células epiteliais p/campo • São sugestivas de contaminação de orofaringe e não serão processadas para cultura • OBS.: visualização com aumento de 100X

  34. ESCARRO • DESCONTAMINAÇÃO PARA B.A.A.R. • Método de Petroff • NaOH a 4% com vermelho de fenol • HCl 2N • Fluimucil ou Ditiotretol

  35. HEMOCULTURACOLETA • Adulto: 5-10 mL em cada frasco • Infantil: 1-4 mL em cada frasco 1. Evitar anticoagulantes 2. Não se recomenda a coleta através de cateteres 3. Punções arteriais não aumentam a recuperação 4. Quanto maior o volume de sangue, melhor é a recuperação do agente etiológico 5. Proceder coleta no início do pico febril e antes da próxima dose de antibiótico

  36. HEMOCULTURA

  37. HEMOCULTURA

  38. HEMOCULTURA

  39. HEMOCULTURA

  40. HEMOCULTURA • NÚMERO DE AMOSTRAS: • Infecções sistêmicas agudas: 2 am. de punções venosas diferentes (braço D e braço E), c/ intervalo máx. 5 min. • Febre de origem desconhecida: • 2 am. coletadas no primeiro dia de punções venosas diferentes, intervalo mínimo de 1 hora. • Se negativas após 24 h de cultivo, obter  2 am • Pacientes em uso de cateter: 2 am. de locais  do cateter

  41. HEMOCULTURA • MEIOS DE CULTURA: • Frascos contendo: • T.S.B. (Triptic Soy Broth) • S.P.S. (Poloanetol Sulfonato de Sódio) • Vácuo • 5-10% CO2 • substâncias adicionais

  42. HEMOCULTURA • CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES: • Relação volume/meio de cultura • Repique cego/repique final • Observação diária/agitação • Automação

  43. CULTURA DE CATÉTER • COLETA DA AMOSTRA: • Antissepsia do local de inserção c/ álcool 70% - 1 min. • Cortar um segmento distal (5 cm) c/ tesoura esterilizada

  44. CULTURA DE CATÉTER • TRANSPORTE DA AMOSTRA: • Em tubo de ensaio esterilizado, s/ meio de transporte • OBS: Coletar hemoculturas por punção venosa

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