Serpientes con lesiones Gástricas

1. Serpientes con lesiones Gástricas L.J. Venter South Africa

2. Casos • Enero 30, 2003 • Elaphe obsolete quadrivittata • Serpiente ratonera amarilla • Febrero 20, 2003 • Pseudaspis cana • Serpiente topo • Agosto 14, 2003 • Elaphe guttata guttata • Serpiente maizera

3. Entorno • Serpientes en exhibición • Detrás de vidrio • Exhibidores NO mixtos/otros reptiles en exhibición • Serpientes fuera de exhibición • Cajas de plástico • En repisas de cemento

4. Manejo de Exhibidores • Limpieza diaria • Remoción de heces • Remoción de alimento no ingerido • Reemplazo de agua

5. Manejo de animales nuevos • Cuarentena • Separados por un mes • Todos los animales • Incluyendo los animales donados por el público

6. Dieta • La mayoría de las serpientes • Ratones • Los constrictores mayores • Conejos • Cuyos • La frecuencia de alimentación varía • Por especie • Por temporada • Contenedor de cemento para agua

7. Caso Índice • Serpiente ratonera amarilla • Encontrada muerta con boca abierta dentro de exhibidor • Sin historia clínica previa

8. Hallazgo a la Necropsia • Cambios post-mortem moderados • Sin anormalidades macroscópicas, abundante reserva de grasa • Histopatología • Estómago • Pulmones • Bazo • Riñón • Hígado • Intestino/ducto pancreático

9. Preguntas: • ¿Cuál es su definición del caso? • ¿Es esto un brote potencial?

10. Cryptosporidium serpentis • Signos Clínicos • Regurgitación Post-prandial • Pérdida de peso y debilidad • Hallazgos a la necropsia • Tracto gastrointestinal • Engrosado • Pérdida de movilidad segmental

11. Antecedentes • Los reptiles pueden portar organismos patógenos • Pueden ser reservorios para otros reptiles, animales domésticos y humanos • Las serpientes no adquieren Cryptosporidium por ingerir alimento • Lo adquieren de otros reptiles • Cryptosporidium no es huésped específico en reptiles

12. Diagnóstico • Tinción acidoresistente • Heces frescas • Cobertura de regurgitados • Lavados gástricos (95% de sensibilidad) • Muestras de cloaca (57% sensibilidad)

13. Tratamiento • Halofuganone y Spiromicina • Pobre resultado en serpientes • Calostro bovino hiperinmune • Cryptosporidium parvum en ganado lechero • Administrar a razón de 1% de peso corporal de serpientes una vez por semana

14. Caso 2 • Serpiente topo • Encontrada muerta junto a bebedero • Comió dos días antes de morir

15. Hallazgos a la necropsia • Cambios post-mortem avanzados • Estómago • Intestino delgado • Hígado • Riñón

16. Pruebas diagnósticas • Frotis de sangre periférica • Identificación deparásitos • Citología de contenido estomacal

17. Caso 3 • Serpiente maizera • Encontrada Muerta • No ha comido por un mes

18. Hallazgos a la Necropsia • Emaciación con reservas mínimas • Cambios post-mortem moderados • Estómago/tracto intestinal • Hígado • Testículos • Riñones • Pulmones

19. Pruebas diagnósticas • Frotis de sangre periférica • Sin relevancia

20. Consideraciones del Brote • Criptosporidiosis no fue identificada en ninguno de los tres casos • La historia y los signos clínicos son altamente sugestivos de la enfermedad • ¿Ausencia de diagnóstico positivo? • Estados tempranos del padecimiento subestimados • Poca sensibilidad de las tinciones ácido resistentes • No existen pruebas serológicas mas sensibles • Se trata de otra enfermedad.

21. Medidas de control futuras • Conciencia de la presencia de la enfermedad • Modo de infección y diseminación • COMUNICACION con cuidadores • Procurar principios adecuados de higiene • Limpieza de albergues • Guías claras en cuanto al manejo de reptiles nuevos en la colección • Cuarentena y pruebas diagnósticas • Citología de lavado gástrico requerido para cualquier reptil de nuevo ingreso • Perseguir un diagnóstico vigorosamente • En reptiles que muestren signos clínicos indicativos de criptosporidiosis

22. Referencias • 1. Aiello, S. E. 2004. The Merck Veterinary Manual. 8 edition. Page 1418 - 1419. Merck & Co.,INC. New Jersey. • 2. Calle, P. P., Rivas, J., Munoz, M., Thorbjarnarson, J., Holmstrom, W., and Karesh, W. B. 2001. Infectious disease serologic survey in free-ranging Venezuelan anacondas (Eunectes murinus). Journal of Zoo & Wildlife Medicine 32(3): 320-323. • 3. Graczyk, T. K. and Cranfield, M. R. 1998. Experimental transmission of Cryptosporidium oocyst isolates from mammals, birds and reptiles to captive snakes. Veterinary Research 29(2): 187-195. • 4. Graczyk, T. K., Owens, R., and Cranfield, M. R. 31-12-1996. Diagnosis of subclinical cryptosporidiosis in captive snakes based on stomach lavage and cloacal sampling. Veterinary Parasitology 67(3-4): 143-151. • 5. Graczyk, T. K. and Cranfield, M. R. 1996. Assessment of the conventional detection of fecal Cryptosporidium serpentis oocysts in subclinically infected captive snakes. Veterinary Research 27(2): 185-192. • 6. Graczyk, T. K. and Cranfield, M. R. 1997. Detection of Cryptosporidium-specific serum immunoglobulins in captive snakes by a polyclonal antibody in the indirect ELISA. Veterinary Research 28(2): 131-142. • 7. Graczyk, T. K., Cranfield, M. R., and Hill, S. L. 1996. Therapeutic efficacy of halofuginone and spiramycin treatment against Cryptosporidium serpentis (Apicomplexa: Cryptosporidiidae) infections in captive snakes. Parasitology Research 82(2): 143-148.

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